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PARASITOSIS HUMANAS

PARASITOSIS HUMANAS
Sexta edición
David Botero
Marcos Restrepo


Medellín, Colombia. 2019

© 2019 por la Corporación para Investigaciones Biológicas (CIB). Reservados todos los derechos. Ni todo el libro, ni parte de él, puede ser reproducido, archivado o transmitido en forma alguna o mediante algún sistema electrónico, mecánico o de fotorreproducción, memoria o cualquier otro, sin permiso por escrito del titular de los derechos patrimoniales. Todos los conceptos aquí expuestos son responsabilidad del autor.


Primera edición 1984
Segunda edición 1992
Tercera edición 1998
Cuarta edición 2003
Quinta edición 2012
Sexta edición 2019

ISBN: 978-958-5548-50-3 e-ISBN: 978-958-5548-51-0

Coordinación proceso editorial Gloria Elsy Nanclares Q., MD.

Corrección de texto Johan Flórez Hurtado MD., MSC, Esp.

Corrección sobre prueba Gloria Cecilia Castaño M. Enf., Esp.

Diseño y diagramación Sebastian Cardona Gómez

Índice analítico Johan Flórez Hurtado MD., MSC, Esp.

Imágenes portada:

Imagen superior: Huevo de Trichuris sp., © Shiba Kumar Rai, et al. Atlas of Medical Parasitology, Kobe University, Kobe, Japón; imagen centro: Tripomastigote de T. cruzi, © Gilla Kaplan, The Rockefeller University, Nueva York, Estados Unidos; imagen inferior: Balantidium coli, © Orihel, T. C. y Asch L. R., Parasites in Human Tissues, American Society of Clinical Pathologists Press, Chicago, Estados Unidos.

Impresión y terminación Legis S.A.

Hecho en Colombia/Manufactured in Colombia

Corporación para Investigaciones Biológicas –CIB– Cra. 72A No. 78B - 141. Tel.: +57(4) 605 1808 ext. 235 www.cib.org.co fondoeditorial@cib.org.co Medellín, Colombia.

ADVERTENCIA

Se debe valorar la pertinencia de los conocimientos científicos publicados en cualquier libro de medicina antes de aplicarlos en la práctica clínica. Quien use esta obra debe consultar diferentes fuentes de información para tener la seguridad de que sus decisiones contengan actualizaciones sobre cambios en procedimientos, contraindicaciones y supresiones o nuevas emisiones de fármacos, además de garantizar las dosificaciones correctas. Por tanto, es el lector (no el autor ni el editor) el responsable del uso de la información aquí publicada y de los resultados que obtenga con ella.

ACERCA DE LA CIB

Desde el año 1972, la Corporación para Investigaciones Biológicas (CIB), ha sido una institución dedicada a la investigación básica, clínica y el desarrollo tecnológico de las ciencias biológicas. En la actualidad aporta a la formación de investigadores, la prestación de servicios especializados y la divulgación académica.

Cuando usted adquiere un libro del Fondo Editorial de la Corporación para Investigaciones Biológicas (CIB), contribuye a la investigación científica, la innovación y la educación, en asocio con cinco de las mejores universidades de Colombia: Universidad Pontificia Bolivariana (UPB), Universidad de Antioquia, Institución Universitaria Colegio Mayor de Antioquia, Universidad Nacional de Colombia y Universidad de Santander.

Somos ciencia al servicio de la vida

Fondo Editorial CIB

Las investigaciones de la CIB se traducen en artículos científicos publicados en revistas indexadas, nacionales e internacionales, lo cual contribuye al progreso de la ciencia mundial desde el ámbito latinoamericano. Los investigadores de la CIB participan, como autores y editores, en varios de los libros del Fondo Editorial que hoy cuenta con más de 64 títulos.

IPS CIB Salud

Es una IPS especializada en el tratamiento y atención de pacientes ambulatorios con enfermedades infecciosas y de atención médica integral a población con diagnóstico VIH/sida. Cuenta también con servicios de laboratorios clínicos de alta complejidad en Micología y Micobacterias.

Biotecnología agrícola y ambiental BAYA

La CIB también trabaja en la evaluación de bacterias y hongos utilizados en la producción de bioinsecticidas, así como en el desarrollo de plantas modificadas genéticamente para que se hagan resistentes a plagas y enfermedades. Se da énfasis especial al desarrollo de proyectos que buscan el conocimiento, la conservación y el uso sostenible de la biodiversidad de Colombia, proyectos y servicios derivados de estos adelantados por los grupos de investigación de Fitosanidad y Control Biológico, Biotecnología Vegetal y Biodiversidad.

CIB Educación

Un componente central de la actividad académica de la CIB es la formación de profesionales de alta calidad científica y humana a través de:

 Doctorados, maestrías y especializaciones

 Rotaciones clínicas en pre y posgrado

 Pasantías y visitas técnicas

 Cursos, talleres, diplomados, entre otros

 Asesorías especializadas

Los estudiantes y profesionales realizan sus entrenamientos de laboratorio y sus tesis de pregrado y posgrado en siete grupos de investigación avalados y altamente calificados por Colciencias, con reconocimiento nacional e internacional:

Micología médica y experimental: respaldado por la Universidad de Antioquia y la Universidad Pontificia Bolivariana, este grupo es considerado centro de referencia nacional para el estudio y diagnóstico de las micosis, con más de 30 años de experiencia en el desarrollo de nuevas herramientas para el diagnóstico rápido y oportuno de estas enfermedades, lo que se traduce en beneficios para los pacientes.

Bacteriología y micobacterias: con el apoyo de la Universidad Pontificia Bolivariana, tiene una trayectoria de trabajo de más de 30 años de experiencia, durante los cuales ha implementado métodos que permiten el diagnóstico rápido de la tuberculosis y la determinación de resistencia a Mycobacterium tuberculosis a los medicamentos específicos.

Biología celular y molecular: con más de 20 años de experiencia en programas referentes a la aplicación de biología molecular y genética de los agentes causales de micosis sistémicas, incluye la participación en el desarrollo del genoma del hongo patógeno humano Paracoccidioides brasiliensis; cuenta además con una línea de investigación en hipertensión y riesgo cardiovascular, la cual se ha enfocado en el estudio de las causas genéticas de la hipertensión esencial y de los factores de riesgo cardiovascular.

Unidad de investigación clínica: su objetivo es el desarrollo de estudios clínicos a partir de la información generada en los procesos de investigación y de los servicios de atención diagnóstica y clínica en enfermedades infecciosas (micosis, micobacterias, infección VIH/sida). La unidad clínica espera aportar a la comunidad médica y científica información relevante para ofrecer a los pacientes mejores modelos diagnósticos y terapéuticos.

Fitosanidad y control biológico: creado en 1987 con el propósito de realizar investigaciones en el campo del control biológico de insectos vectores de enfermedades, desde 1994 amplió su foco de estudio al control de plagas de importancia económica en agricultura (hongos y lepidópteros).

Actualmente está direccionado al desarrollo de innovaciones y prestación de servicios al sector agrícola, brinda soluciones a problemas fitosanitarios en los sistemas productivos de interés para el país, a través de las líneas de investigación en aguacate y sustancias bioactivas.

Biotecnología vegetal: creado en 1996 para contribuir a la solución de problemas y necesidades de importancia en la agricultura del país con el uso de técnicas Biotecnológicas modernas. Trabaja principalmente en musáceas (banano y plátano), papa (Solanum tuberosum), algunos géneros de orquídeas, y mas recientemente en aguacate; además de realizar investigación básica y aplicada, se prestan servicios de monitoreo in vitro de resistencia de hongos fitopatógenos a fungicidas.

Biodiversidad: da continuidad al legado de William Rojas con el control de vectores de enfermedades humanas (malaria y dengue) con el cual se benefician miles de colombianos en zonas vulnerables. Su enfoque principal son los estudios sobre conservación y uso sostenible de la biodiversidad colombiana, principalmente en Antioquia y Chocó.

Si desea conocer más sobre las líneas de investigación y los servicios ofrecidos por la CIB, puede ingresar a nuestra página web: www.cib.org.co.

COMENTARIO DE LA OBRA

Desde 1984, cuando escribimos la primera edición, hemos recopilado datos, publicaciones y nuevas fotografías que nos permitieron publicar cinco ediciones más, en 1992, 1998, 2003 y 2012. La sexta edición se publica en 2019 con más de 1.500 referencias bibliográficas, fotografías en color y datos actualizados de todas las enfermedades parasitarias. Cada tema tratado fue resumido en un capítulo, el cual se diferencia por un color que lo hace sobresaliente y sirve para consulta rápida.

Este libro se ha escrito pensando siempre en los estudiantes de las ciencias de la salud y en los médicos, generales o especialistas, con el fin de saber, no solo la información básica, médica y biológica de los parásitos, sino los últimos datos en epidemiología, clínica, tratamiento y prevención de las enfermedades parasitarias.

Presentamos nuestros sinceros agradecimientos a quienes nos han autorizado fotografías y al Dr. Carlos Aguirre por sus esquemas de los ciclos de vida. Al Dr. Rodrigo Ángel por la colaboración con un capítulo - Accidentes causados por artrópodos venenosos y ponzoñosos, al Dr. Alejandro Restrepo por información actualizada y bibliografía obtenida de fuentes internacionales, al personal de la CIB por su continua ayuda en la edición, así como a los directivos y personal del Instituto Colombiano de Medicina Tropical, CES, quienes nos han proporcionado facilidades para la realización de la presente edición.

Dr. David Botero R., Dr. Marcos Restrepo I.

Autores

DEDICATORIA

A nuestros padres, esposas e hijos.

Los autores

AUTORES


David Botero

Doctor en Medicina, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia. Máster en Salud Pública, Universidad de Columbia, EE.UU. Diploma académico de posgrado en Medicina Tropical, Universidad de Londres. Miembro del Comité de Expertos en Enfermedades Parasitarias, OMS, Ginebra. Presidente Honorario del XV Congreso Internacional de Medicina Tropical y Malaria, Cartagena, año 2000. Expresidente y fundador, Sociedad Colombiana de Parasitología y Medicina Tropical. Expresidente y fundador Federación Latinoamericana de Parasitólogos. Exmiembro, Junta Directiva Federación Mundial de Parasitólogos. Exdecano, exjefe del Departamento de Microbiología y Parasitología y exdirector de la Escuela de Bacteriología y Laboratorio Clínico, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia. Profesor Honorario Universidad de Antioquia y Universidad Pontificia Bolivariana y consultor Instituto Colombiano de Medicina Tropical. Medellín, Colombia.

davidbotero@une.net.co


Marcos Restrepo

Doctor en Medicina y Especialista en Parasitología e Inmunología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia. Cursos en Universidad de Sao Paulo, Chile, Kansas, Pisa, Stanford y CDC en Atlanta. Exmiembro del Comité Consultor de Expertos en Enfermedades Parasitarias, OMS, Ginebra. Fundador Sociedad Colombiana de Parasitología y Medicina Tropical. Exsecretario Federación Latinoamericana de Parasitólogos. Exsecretario Academia de Medicina de Medellín. Exjefe y fundador de Sección de Inmunología y exprofesor de Parasitología e Inmunología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia. Investigador de la Corporación para Investigaciones Biológicas (CIB). Profesor Emérito de facultades de medicina Universidad Pontificia Bolivariana y Universidad CES, Medellín, Colombia. Exjefe Laboratorio de Salud Pública, departamento de Antioquia. Exdirector científico del Instituto Colombiano de Medicina Tropical. Excoordinador de Maestría de Medicina Tropical, Universidad CES, Medellín, Colombia. Excoordinador de Maestría en Microbiología Clínica, Universidad San Buenaventura, Cartagena, Colombia. Doctorado Honoris Causa en ciencias de la Salud, Universidad CES 2015, Medellín, Colombia.

mrestrepoi@gmail.com

COLABORADORES ESPECIALES EN ESTA EDICIÓN

Alejandro Restrepo

Médico de Universidad CES, Medellín, Colombia; Especialista en Medicina Interna, Geisinger Medical Center, Danville, PA; Especialista en Infectología, Universidad de Rochester, Rochester, NY; Subespecialidad, Infectología en pacientes inmmunocomprometidos y trasplantes, Massachusetts General Hospital, Boston, MA; Director Clínico del Departamento de Infecciosas en pacientes trans-plantados y profesor asistente, Universidad de Baylor, Houston, TX, USA.

Rodrigo Ángel

Doctor en Medicina, Universidad de Antioquia, Colombia. Especialista en Medicina Interna. Toxicólogo Clínico. Exprofesor Universidad de Antioquia, CES y Bolivariana. Investigador Instituto de Medicina Tropical, Medellín, Colombia.

Carlos Aguirre

Médico Pediatra y profesor de la Universidad de Antioquia, Medellín Colombia.

CONTENIDO

Unidad 1. Generalidades


Capítulo 1 Conceptos generales sobre parasitología

Unidad 2. Parasitosis intestinales por protozoos


Amebiasis
Otras protozoosis intestinales

Unidad 3. Parasitosis intestinales por helmintos


Parasitosis intestinales por nemátodos
Parasitosis intestinales por céstodos y tremátodos

Unidad 4. Parasitosis tisulares por protozoos


Malaria (paludismo)
Tripanosiomasis
Leishmaniasis
Toxoplasmosis
Otras parasitosis por protozoos

Unidad 5. Parasitosis tisulares por helmintos


Filariasis
Otras parasitosis tisulares por nemátodos
Parasitosis tisulares por tremátodos
Parasitosis tisulares por larvas de helmintos

Unidad 6. Artrópodos y otros animales de importancia médica


Artrópodos vectores de enfermedades
Enfermedades causadas por artrópodos
Accidentes causados por artrópodos venenosos y ponzoñosos Rodrigo Ángel

Unidad 7. Técnicas de laboratorio


Capítulo 18 Técnicas de laboratorio en parasitología médica


Unidad 1 Generalidades


Capítulo 1 Conceptos generales sobre parasitología


1 Conceptos generales sobre parasitología

ASPECTOS HISTÓRICOS

Desde tiempos antiguos, los pueblos de todas las culturas han tratado de explicar las causas de la enfermedad y la muerte, para lo cual han combinado conceptos religiosos, mágicos, demoníacos, astrológicos y, en los últimos siglos, explicaciones científicas. Igualmente, en la curación de esos males han participado brujos, sacerdotes, barberos, chamanes y médicos, según la época, el tipo de enfermedad y la etapa en que han desarrollado sus conocimientos. Según las culturas, se han utilizado todo tipo de curaciones como rezos, sortilegios, recetas con plantas y extrañas combinaciones esotéricas. En los últimos siglos, se emplearon químicos, productos derivados de plantas y, con la ciencia y la tecnología, compuestos sintéticos.

Los conceptos sobre el origen de las enfermedades, entre las que se incluyen las producidas por parásitos, se transmitieron por la tradición oral como aparece en la Biblia y luego con el invento de la escritura en registros escritos. Posiblemente, a finales del siglo IV antes de Cristo, se dejaron registros sobre la práctica médica de esos tiempos. Actualmente, se dispone de muchos escritos médicos sobre las enfermedades comunes de los pueblos antiguos, pero los principales son los “papiros” de la época faraónica. Como no se distinguían científicamente los agentes causales de las enfermedades, sus descripciones se referían a los aspectos clínicos generales como se encuentra en el papiro de Ebers (1550 a.C.), en donde se recopila gran información de las llamadas enfermedades internas y se mezclaba la magia y la ciencia. En él se hace referencia a la hematuria, manifestación clínica importante en la esquistosomiasis por Schistosoma haematobium. Huevos de este parásito fueron encontrados calcificados en momias embalsamadas (1200 a.C.).1 El llamado papiro de Berlín (1500 a.C.) trata sobre enfermedades de los niños; y en el papiro Chester Beatty (1300 a.C.) se hace referencia a las enfermedades digestivas.

Los términos “gusano” y “verme” aparecen en los escritos egipcios y explican conceptos sobre las dolencias del cuerpo y del espíritu, las que relacionaban con el demonio. Se mencionan, específicamente, en el papiro Anastasio, y se hace referencia al “quinto gusano que pica el diente” como el responsable de las caries dentales causantes del dolor. En el siglo I d.C., un médico del emperador Claudio, recomendaba ahumar el gusano hasta matarlo con el narcótico llamado “beleño”. La falsa teoría sobre las caries persistió durante muchos siglos en varias culturas, hasta que Pierre Fauchard (1733), en su libro sobre odontología, rechazó a los gusanos como causa del “dolor de muela” así como la teoría de los gusanos dentales.2 El médico francés Nicholas Andry, apodado el “doctor gusano”, propuso, en 1701, la existencia de otros gusanos como causa de enfermedad, y fue el primero en afirmar que el parásito Taenia del hombre estaba compuesto por cabeza, cuerpo y cola; y describió correctamente el escólex de Taenia saginata. Publicó el tratado titulado “Sobre la generación de gusanos dentro del cuerpo humano”, en el que explicaba la enfermedad vermicular como la causa de varias enfermedades como la peste, la sífilis y la viruela, y proponía curaciones antihelmínticas.3

En los primeros siglos se tenía gran fe en el poder mágico de las palabras y se utilizaron conjuros para las curaciones. Estas creencias llegaron hasta la Edad Media y, en esa época, se conoció el “conjuro de Tegernsee para los gusanos” que, en una traducción del lenguaje de ese tiempo dice: “gusano arrástrate hacia fuera, acompañado por nueve gusanitos”. Varias ideas erróneas se afirmaron como científicas.

Referencias precisas sobre parásitos intestinales y sus complicaciones aparecen en la Biblia. La ley mosaica se refiere a los cerdos: importantes reservorios de parásitos como triquinosis, cisticercosis y otras infecciones bacterianas que producían problemas de salud en los israelitas y en otros pueblos que comían carne cruda de estos animales.4 En el libro Levítico, capítulo 11: 1-8, dice textualmente (ley acerca de los animales puros e impuros): “habló Yavé a Moisés y a Aarón, diciendo: Decid a los hijos de Israel: “he aquí los animales que comeréis de entre las bestias de la tierra. Todo cuadrúpedo que tiene hendida la pezuña en dos partes y rumia, podéis comerle: mas todo aquel que aunque rumia y tiene pezuña, no la tiene partida, no lo comáis, antes le tendréis por inmundo”. Más adelante continúa: “y el cerdo, que teniendo hendida la uña, no rumia, de la carne de éstos no comáis, ni toquéis sus cuerpos muertos, porque son inmundos para vosotros”.5 Los israelitas que guardaban la ley, prevenían la infección por Trichinella (triquina) y otras enfermedades infecciosas y parasitarias.6 En el siglo VII, la ley islámica hizo la misma prohibición con los cerdos.

En los capítulos correspondientes a las parasitosis se ampliarán los aspectos históricos sobre la presencia de los parásitos en tiempos antiguos y el momento en el cual se describieron científicamente.

ASOCIACIONES BIOLÓGICAS

Los únicos seres vivos capaces de sintetizar sus propios componentes son los vegetales. De ellos se sirven los animales herbívoros para su crecimiento y subsistencia. Los omnívoros y los carnívoros, inclusive el hombre, se aprovechan de los herbívoros para su alimentación y consumen, asimismo, otros animales. Se crean así las “cadenas alimenticias”, que originan luchas biológicas por la subsistencia, en las cuales el más fuerte destruye y consume al más débil. No es este el único fenómeno biológico en relación con la supervivencia y alimentación de los animales. Existen unos seres vivos inferiores que se aprovechan de otros superiores para alojarse y nutrirse: los parásitos.7

Hay varios tipos de interacciones biológicas en las cuales dos organismos se asocian para vivir. Las más importantes son:

Parasitismo

Este tipo de asociación sucede cuando un ser vivo (parásito) se aloja en otro de diferente especie (huésped u hospedero) del cual se alimenta. El parasitismo abarca desde los virus hasta los artrópodos, pero, por costumbre, se restringe el término parásito para aquellos organismos que pertenecen al reino animal. Por este motivo, este libro no incluye virus, bacterias ni hongos. Biológicamente, un parásito se considera más adaptado a su huésped cuando le produce menor daño. Los menos adaptados son aquellos que producen lesión o muerte al huésped que los aloja. En los períodos iniciales de la formación de la vida en la tierra, los parásitos fueron, con gran probabilidad, seres de vida libre que, cuando evolucionaron las especies, se asociaron y encontraron un modo de vida que los transformó en parásitos.

Comensalismo

Se presenta cuando dos especies diferentes se asocian, pero solamente una de las dos obtiene beneficio al alimentarse de la otra, aunque ninguna sufre daño, (p.ej., la rémora que vive adherida al dorso de los tiburones e ingiere restos de alimentos que consumen estos). En parasitología, se consideran parásitos comensales los que no producen daño al huésped (p.ej., algunas amebas no patógenas). El comensalismo en que las dos especies obtienen beneficio se denomina mutualismo.

Inquilinismo

Ocurre cuando un ser se aloja en otro sin producirle daño y sin derivar alimento de él. Existe un pez que vive en el cuerpo de ciertos equinodermos, de donde sale para nutrirse. Algunos consideran que la hembra de Schistosoma vive como inquilina en el cuerpo del macho.

Simbiosis

Sucede cuando dos especies diferentes se asocian para obtener beneficio mutuo, sin el cual no pueden subsistir (p.ej., los comejenes que, al no poseer enzimas digestivas, se asocian con ciertos protozoos que, en sus tubos digestivos, transforman la celulosa en azúcar y proporcionan alimento para ambos).

Oportunismo

Se refiere a los microorganismos que, por lo general, no causan enfermedad en los huéspedes inmunológicamente normales, pero invaden cuando existe una alteración del estado inmune (p.ej., el Cryptosporidium en pacientes con sida).

TERMINOLOGÍA

Huésped u hospedero

Se utilizan para denominar al animal que recibe el parásito. Se llama huésped definitivo al que tiene el parásito en su estado adulto, o en el cual se reproduce sexualmente; y huésped intermediario al que tiene formas larvarias en desarrollo, o en el cual se reproduce de manera asexual. Huésped paraténico o transportador es el que tiene formas larvarias que no se desarrollan (p.ej., el hombre es huésped definitivo de Ascaris lumbricoides, los caracoles son huéspedes intermediarios de Fasciola hepatica; y los peces son huéspedes paraténicos de Gnathostoma spinigerum).

Reservorio

Se considera reservorio al hombre, animales, plantas o materia inanimada, que contengan parásitos u otros microorganismos que puedan vivir, multiplicarse en ellos y ser fuente de infección para un huésped susceptible. En el caso de las parasitosis humanas, el hombre es el principal reservorio, ya que la mayoría de los parásitos que lo afectan pasan de hombre a hombre. (p.ej., el perro es animal reservorio para Leishmania).

Portador

Estado de adaptación animal en el cual el microorganismo patógeno vive en el huésped sin causarle daño como sucede en el 90% de las personas positivas para Entamoeba histolytica.

Vector

Se considera, en parasitología, que el vector es un artrópodo u otro animal invertebrado que transmite el parásito al huésped por inoculación al picar, por depositar el material infectante en la piel o las mucosas, o por contaminar alimentos u otros objetos. Los vectores pueden ser solo mecánicos (moscas o cucarachas), o ser biológicos cuando los parásitos se multiplican en ellos o las larvas se transforman para ser infectantes (p.ej., el mosquito Anopheles es el vector de Plasmodium, y el mosquito Aedes es el vector de la filaria Wuchereria bancrofti. Ambos son vectores biológicos).

Infección parasitaria

Sucede cuando el huésped tiene parásitos que no le causan enfermedad, lo cual constituye el estado de portador sano. Ocurre con la presencia de amebas no patógenas como Entamoeba coli y en infecciones parasitarias leves como en el parasitismo por pocos tricocéfalos (Trichuris trichiura).

Enfermedad parasitaria

Se presenta cuando el huésped sufre alteraciones patológicas y sintomatología producidas por parásitos.

Zoonosis parasitaria

Ocurre cuando parásitos de animales vertebrados se transmiten al hombre (p.ej., en la teniasis, en la cual el cerdo o el ganado vacuno tienen la forma parasitaria en los músculos). Igualmente, se consideran zoonosis las parasitosis que se presentan en el hombre y en los animales como la tripanosomiasis existente en animales salvajes y en los humanos.

Endemia

Es la presencia habitual de una enfermedad en una zona geográfica. Cuando la frecuencia de esta enfermedad es más alta de lo esperado se llama hiperendemia.

Epidemia

Es la ocurrencia de un número apreciablemente mayor de lo esperado, de casos de enfermedad, en un área geográfica y en un tiempo limitado.

Prevalencia

Es la frecuencia de una entidad en un momento dado y se expresa en tasa o porcentaje.

Incidencia

Es la frecuencia de un hecho a través del tiempo, e indica la tasa de casos nuevos.

Patogenicidad

Es la capacidad de un agente infeccioso para producir enfermedad.

Virulencia

Es el grado de patogenicidad de un agente infeccioso.

Período de incubación

Es el intervalo que ocurre entre la infección y la aparición de manifestaciones clínicas.

Período prepatente

Corresponde al tiempo que transcurre entre la llegada del parásito al huésped y el momento en el cual sea posible observar la presencia de alguna de sus formas. En algunos casos, este período coincide con el de incubación (p.ej., el período prepatente de la ascariasis es el tiempo que transcurre entre la ingestión de huevos embrionados y la aparición de huevos en el examen coprológico, procedentes de parásitos intestinales adultos).

Período patente

Es el tiempo en el cual el parásito puede ser demostrado en el huésped. Este período generalmente coincide con la fase activa de la enfermedad.

Período subpatente

Es aquel en el que no se encuentran los parásitos durante algún tiempo, porque permanecen en menor cantidad o en lugares difíciles de demostrar. Puede coincidir con períodos clínicos de mejoría equivalentes a etapas latentes de la enfermedad. Cuando los parásitos se hacen patentes de nuevo y aparecen los síntomas otra vez, se considera que hubo una recaída. Esto puede suceder en la malaria por Plasmodium vivax.

CLASIFICACIÓN

Los parásitos se pueden clasificar de distintas maneras. Si habitan en el interior o en la parte externa del huésped se dividen en endoparásitos y ectoparásitos, respectivamente. Algunos autores le dan el nombre de infección a la invasión interna como la malaria, y de infestación a la externa como ocurre con los artrópodos.

Según el tiempo de permanencia del parásito en su huésped se dividen en permanentes y temporales. Los primeros son aquellos que, indispensablemente, deben estar toda su vida en el huésped; la mayoría de los parásitos humanos pertenecen a este grupo. Los temporales como las pulgas, son aquellos que solamente habitan transitoriamente en el huésped.

Según la capacidad de producir lesión o enfermedad en el hombre, los parásitos pueden dividirse en patógenos (p.ej., Plasmodium) y no patógenos (p.ej., Entamoeba coli). Los patógenos, en determinadas circunstancias, no producen sintomatología ni causan daño al huésped como ocurre en los portadores (p.ej., infección leve por Trichuris trichiura). En condiciones especiales de susceptibilidad del huésped, los parásitos pueden aumentar su capacidad de producir lesión, en cuyo caso se les considera parásitos oportunistas como ocurre en invasiones masivas de Strongyloides o Toxoplasma en pacientes inmunosuprimidos.

Por lo común, la lesión o la sintomatología que causan los parásitos patógenos en el huésped, depende del número de formas parasitarias presentes. Médicamente, es importante diferenciar el hecho de tener parásitos en el organismo (parasitosis o infección parasitaria) y el de sufrir una enfermedad parasitaria. El hecho de tener parásitos no implica sufrir enfermedad.

Taxonomía y nomenclatura

La clasificación de los parásitos, como la de todos los seres vivos, la estudia la taxonomía, la cual forma grupos con base en las características anatómicas. El filósofo y biólogo griego Aristóteles fue el primero en clasificar los organismos según sus semejanzas estructurales. El florecimiento de la sistemática en el siglo XVIII culminó con el trabajo de Carolus Linnaeus (1707-1778), quien sentó las bases del actual esquema de clasificación de los organismos.8 Esta clasificación fue propuesta en su obra “Systema Naturae”, en donde publicó el nombre de un gran número de especies. Las categorías taxonómicas de mayor a menor son: reino, filo, clase, orden, familia, género y especie; esta última constituye la unidad biológica basada principalmente en la morfología, la bioquímica, la fisiología y la genética. A cada uno de los grupos se les puede subdividir en otros con la anteposición del prefijo sub o super (p.ej., subgénero y superfamilia). La especie puede tener asimismo algunas variaciones que se llaman subespecies o razas. En el momento, se precisa la clasificación con los estudios del ADN, (ácido desoxirribonucleico), en el cual se llega a definir la “huella digital” de los individuos. Igualmente, de acuerdo a los estudios realizados por Woese, Kandler y Wheelis (1990) y a partir de comparaciones de secuencias de ácido ribonucleico (ARN) ribosomal, se reconocen tres dominios monofiléticos por encima del reino: Eucarya (todos los eucariontes), Bacteria (las bacterias verdaderas) y Archaea (otros procariontes, separados de las bacterias por la estructura de la membrana y la secuencia de ARN ribosomal).9 La parasitología, biológicamente, utiliza el mismo sistema de clasificación tradicional. Los grupos más importantes que se estudian están comprendidos en el reino Protista, subreino Protozoa y reino Animalia, subreino Metazoa.

El nombre científico de los parásitos se expresa con dos palabras latinizadas o nomenclatura binomial, que no cambian en los idiomas; muchas de ellas derivadas de raíces latinas o griegas, o nombres propios latinizados. La primera palabra es el nombre del género, que es un sustantivo y debe escribirse con mayúscula la primera letra. La segunda palabra corresponde al nombre de la especie o epíteto específico propiamente, y se escribe todo con minúsculas. Siempre se usa letra cursiva (itálica o bastardilla) en las publicaciones de imprenta y subrayado en las manuscritas (p.ej., Ascaris lumbricoides, que indica la especie del género Ascaris, que parasita al hombre). Es frecuente que, después de mencionar el nombre científico al comienzo, se escriba en lo sucesivo la inicial del género y el nombre de especie (p.ej., A. lumbricoides). Para mayor precisión, algunas publicaciones utilizan el nombre del autor que hizo la clasificación de la especie, seguido de la fecha (p.ej., Musca domestica, Linneo, 1758). Los nombres científicos están reglamentados por la Comisión Internacional de Nomenclatura Zoológica. Hay parásitos que, en los diferentes idiomas, tienen nombres vulgares, los cuales se deben escribir con minúscula (p.ej., está castellanizado el nombre de Trichuris trichiura por el de tricocéfalo).

Para designar el nombre de la enfermedad parasitaria, tradicionalmente se adoptó el nombre del parásito con la terminación asis o iasis (filaria, nombre común: filariasis; Giardia, nombre genérico: giardiasis). En 1990, durante el Congreso Internacional de Parasitología (ICOPA VII), la Federación Mundial de Parasitólogos aceptó cambiar la nomenclatura de la enfermedad, según las recomendaciones de un grupo internacional de expertos nombrado por el Comité Ejecutivo de la Asociación Mundial para el avance de la Parasitología Veterinaria.10 Fue así como se decidió unificar los nombres de las infecciones al cambiar las últimas letras del nombre común del parásito o del género, por el sufijo osis (p.ej., Balantidium, balantidiosis; Giardia, giardiosis; Demodex, demodicosis). A pesar de esta norma, la mayor parte de literatura médica aún utiliza la terminación “asis”, por lo cual se decidió seguir esta costumbre en la presente edición, excepto en algunas parasitosis que siempre han terminado en “osis” como trichinelosis o triquinosis.

Algunas parasitosis conservan sus nombres establecidos como la malaria y la enfermedad de Chagas. En otras ocasiones, se usa el nombre científico del parásito precedido de la palabra infección o enfermedad (p.ej., infección por Plasmodium falciparum, alergia por Simulium). En el caso de la infección por Entamoeba, el nombre correcto sería entamoebosis; pero debido al amplio uso del término amebiasis para la infección por Entamoeba histolytica, se conserva este nombre.

ADAPTACIONES BIOLÓGICAS

Durante la evolución de las especies, los parásitos han sufrido transformaciones morfológicas y fisiológicas para poder adaptarse a su vida parasitaria. La mayoría no poseen órganos de los sentidos y el sistema nervioso es rudimentario. El aparato digestivo, cuando existe, está adaptado a la absorción de alimentos ya digeridos. Los aparatos circulatorio, respiratorio y de excreción son muy simples. Algunos han adquirido órganos de fijación como ventosas, ganchos, etc., pero el sistema que ha presentado más cambios es el reproductor. En los helmintos existen machos y hembras, aunque algunos son hermafroditas. En todos, la mayor parte del cuerpo está ocupado por el sistema reproductor, y la capacidad de producir huevos o larvas es muy grande. Los protozoos también tienen una gran capacidad de multiplicación por división sexual o asexual. Esta facilidad reproductiva de los parásitos contrarresta el gran número que se pierde en el ciclo de vida.

CICLOS DE VIDA

Por ciclo de vida se entiende todo el proceso para llegar al huésped, desarrollarse en él y producir formas infectantes que perpetúen la especie. El ciclo de vida más simple es aquel que permite a los parásitos dividirse en el interior del huésped para aumentar su número y producir formas que salen al exterior para infectar nuevos huéspedes. Este ciclo existe principalmente en los protozoos intestinales. En los helmintos se presentan otros tipos de ciclos que requieren la salida al exterior de huevos o larvas que, en circunstancias propicias de temperatura y humedad, son infectantes. En ciclos más complicados existen huéspedes intermediarios, en los cuales las formas larvarias crecen o se multiplican antes de pasar a los nuevos huéspedes definitivos. En algunos casos, existen reservorios animales o más de un huésped intermediario; y en otros, es indispensable la presencia de vectores. Los pasos, a veces muy complicados; a través de huéspedes o del organismo humano, están regidos por tropismos que llevan a los parásitos por determinadas vías o los hacen permanecer en ciertos lugares.

MECANISMOS DE ACCIÓN

Los parásitos afectan al organismo humano de maneras muy diversas, según el tamaño, el número, la localización, etc. Los principales mecanismos por los cuales los parásitos causan daño a sus huéspedes son:

Mecánicos

Los efectos mecánicos son producidos por obstrucción, ocupación de espacio y compresión. El primero sucede con parásitos que se alojan en conductos del organismo como en la obstrucción del intestino o de vías biliares por Ascaris adultos. El segundo ocurre con aquellos que ocupan espacio en vísceras (p.ej., invasión del cerebro por cisticercos) y el tercero por compresión o desplazamiento de tejidos como sucede por parásitos grandes como el quiste hidatídico.

Traumáticos

Los parásitos pueden causar traumatismo en los sitios en donde se localizan (p.ej., Trichuris trichiura, que introduce su extremo anterior en la pared del colon).

Bioquímicos

Algunos parásitos producen sustancias tóxicas o metabólicas que pueden destruir tejidos. En esta categoría se encuentran las sustancias líticas producidas por Entamoeba histolytica.

Inmunológicos

Los parásitos y sus productos de excreción derivados del metabolismo producen reacción de hipersensibilidad inmediata o tardía como sucede con las manifestaciones alérgicas a los parásitos o la reacción inflamatoria mediada por células (granulomas) presentes en la esquistosomiasis.

Expoliativos

Estos mecanismos se refieren al consumo de elementos propios del huésped por parte de los parásitos (p.ej., la pérdida de sangre por succión en el caso de las uncinarias).

INMUNOLOGÍA

La inquietud sobre los aspectos inmunológicos en las infecciones por parásitos se inició con los trabajos clásicos de Ehrlich (1907) sobre tripanosomas11 y luego con los de Sergent (1910), quien inició estudios sobre inmunidad en malaria.12 Taliaferro (1924) trabajó en la inmunología básica de los parásitos13 y concluyó, en forma general, que la defensa contra estos es similar a la que rige para otros microorganismos. En los últimos años, el desarrollo de la inmunología en parasitología se ha incrementado, especialmente en las áreas de inmunodiagnóstico, caracterización de antígenos y respuesta inmune. Los diferentes aspectos inmunológicos de las enfermedades parasitarias se pueden agrupar así:

Respuesta inmune del huésped contra el parásito

El hombre es huésped apropiado para ciertos parásitos y presenta resistencia natural para otros; lo mismo que sucede con parásitos propios de animales: estos son incapaces de adaptarse cuando no existen los requerimientos nutritivos adecuados, la facilidad de desarrollo o la posibilidad de penetración e invasión. Cuando los parásitos logran entrar en el organismo humano, se desarrollan mecanismos de defensa tal como lo hace contra bacterias, hongos o virus. Es mucho lo que se desconoce acerca de estos mecanismos, especialmente contra los helmintos, metazoarios con estructuras de gran tamaño y mayor complejidad antigénica que los microorganismos inferiores. El concepto de inmunidad activa más antiguo es la premunición, la cual se refiere a que un agente infeccioso, que existe dentro de un huésped, produce en él un estado de resistencia que lo protege de nuevas infecciones por el mismo agente. Esta inmunidad relativa existe en ciertas protozoosis como el paludismo.

Los parásitos son inmunogénicos, pero la calidad de la respuesta del huésped contra el parásito depende de los mecanismos que este último desarrolle para evadir la acción del huésped. La respuesta inmune se efectúa con participación de todos los sistemas inmunológicos como la inmunidad humoral, la inmunidad celular, la fagocitosis y el complemento. El efecto de estas defensas se manifiesta en los parásitos por la modificación en su número, cambios morfológicos, daños estructurales, alteraciones en el ritmo de crecimiento, cambio en la infectividad, alteraciones metabólicas e inhibición de la reproducción. En la defensa de los parásitos se tiene en cuenta el estado de desarrollo y la vía de entrada, puesto que el organismo responde contra estas formas como las larvas y, posteriormente, contra los parásitos adultos.14

La permanencia de los parásitos en los huéspedes requiere procesos de adaptación, entre los cuales se encuentra la evasión de la respuesta inmune que, normalmente, el huésped desarrolla contra estos agentes invasores. Esta evasión la consiguen de diferentes maneras:

Invasión a una población de huéspedes con baja respuesta inmune. La resistencia natural de ciertas cepas de ratones a Leishmania donovani se asoció al denominado locus Lsh, gen autosómico del cromosoma 1 del ratón. La calidad de la respuesta inmune igualmente es determinada genéticamente.15

Estímulo de respuesta inmune no protectora. Muchos parásitos despiertan una gran respuesta inmunológica, pero cuando son de gran tamaño esa respuesta no es efectiva en su ataque (p.ej., la infección por Ascaris lumbricoides).

Variación en su composición antigénica de superficie. Algunos parásitos (Trypanosoma brucei) de animales tienen numerosos genes que codifican los antígenos de superficie periódicamente. Esto explica las ondas de parasitemia del protozoo en el transcurso de su infección.16

Recubrimiento con un disfraz inmune. Algunos parásitos como Schistosoma, adquieren moléculas antigénicas del huésped que aparecen como parte de sus tejidos de este.17,18

Interferencia de la respuesta inmune del huésped. Algunos parásitos llegan a causar cierto estado de inmunodepresión como en las infecciones por Plasmodium falciparum.19

Escape de la vacuola fagocítica del macrófago que impide la acción lítica de los lisosomas. Algunos protozoos de localización intracelular, como Toxoplasma gondii, Trypanosoma cruzi y Leishmania donovani, impiden que sean atacados y en algunos casos ocasionan la destrucción de las células del huésped.20

Muchos parásitos, al evadir la respuesta inmune, conviven con el huésped sin dejarse eliminar y permanecen en él sin hacerle daño durante meses, años o por toda la vida cuando permanecen en estado latente. Si el hospedero sufre un deterioro de su estado inmunitario, el parásito, que es un oportunista, puede salir y diseminarse a otros tejidos, momento en el cual causa lesiones y síntomas. Inicialmente, la presencia de parásitos pequeños como los protozoos estimula la aparición de macrófagos que comienzan la defensa. Cuando los parásitos son de mayor tamaño desencadenan una respuesta de inmunidad celular.

Inmunidad celular

Los antígenos procedentes de los parásitos, como cualquier inmunógeno, son capturados por los macrófagos, allí son procesados y los epítopes son conjugados a proteínas de la clase II del complejo mayor de histocompatibilidad (MHC, por su sigla en inglés de major histocompatibility complex) para ser presentados luego a las células T. Los macrófagos y las células dendríticas son las células presentadoras que, en la piel, están representadas por las células de Langerhans. Los receptores de células T, en conjunto con los receptores CD3 en la superficie de los linfocitos, reconocen los epítopes conjugados a las moléculas del MHC de clase I en las células ayudadoras (CD4) y de la clase I en las células citotóxicas (CD8).

La respuesta inmune contra los parásitos está dada por los linfocitos CD4, CD8 y por las células asesinas naturales (NK, por su sigla en inglés de natural killer); asimismo, participan los macrófagos mediante la producción de citocinas, que corresponden a proteínas de bajo peso molecular, que influyen sobre las funciones de otras células como los linfocitos T, los linfocitos B, los macrófagos, los endoteliocitos y los fibroblastos. Las citocinas más importantes son las interleuquinas (IL), los interferones, el factor de necrosis tumoral y el factor formador de colonias.21

En las infecciones por protozoos de localización intracelular como Leishmania está claro que el tipo de respuesta inmune es dependiente de la activación selectiva de líneas celulares de los linfocitos T-CD4, las cuales secretan ciertas citoquinas. De los linfocitos CD4 (Th0) se diferencian varias subpoblaciones de células ayudadoras, principalmente Th1 y Th2.22 Las células Th1 están involucradas en la inmunidad celular, que puede manifestarse como hipersensibilidad retardada; en este tipo de inmunidad hay producción de IL-2, interferón gamma (IFN-gamma) y factor de necrosis tumoral (TNF, por su sigla en inglés de tumor necrosis factor) y los macrófagos activados. Los fagocitos están dotados de gránulos lisosomales que contienen una gran variedad de enzimas y otras proteínas como las defensinas, que destruyen los parásitos dentro de los fagosomas mediante varios mecanismos. Uno de ellos es el oxidativo, con la formación del superóxido, que es tóxico para los parásitos. Igualmente, se puede producir óxido nítrico (NO, por su sigla en inglés de nitric oxide) a partir de L-arginina, el cual es tóxico para los parásitos. La susceptibilidad de las células parasitarias a los productos anteriores, depende de la habilidad para neutralizar los radicales. Por el contrario, las células Th2 producen IL-4, IL-5, IL-6 o IL-10, con una buena respuesta de la síntesis de anticuerpos, pero con incapacidad para destruir los parásitos intracelulares.23

En algunas infecciones por protozoos intracelulares, los macrófagos se aglomeran en colonias y células gigantes para formar granulomas en los tejidos como ocurre con las larvas o los huevos de helmintos localizados en los tejidos y con ciertos protozoos como Leishmania.

Inmunidad humoral

La presencia de anticuerpos circulantes contra determinados componentes antigénicos de los parásitos es una muestra de la respuesta humoral. La producción de estos anticuerpos depende de la historia natural de la infección y, especialmente, del grado de invasión a los tejidos; no obstante, es difícil relacionarlos con una verdadera función protectora.

La activación de los linfocitos B, y luego de los plasmocitos, ocasionan una respuesta inmune con producción de inmunoglobulinas dirigidas contra los epítopes de las estructuras parasitarias que pueden interactuar con el sistema del complemento para dañar, lisar o fagocitar las células del parásito. En la respuesta contra los helmintos hay participación de las células Th2 y producción de anticuerpos IgE.24

En el huésped humano parasitado se conocen diversos cambios en las concentraciones séricas de las cinco clases de inmunoglobulinas. En las infecciones recientes aparecen anticuerpos IgM que adquieren especial significado en los niños recién nacidos como el índice de transmisión congénita del parásito. En las mucosas y sus secreciones se encuentran anticuerpos, fundamentalmente IgA, como respuesta contra los parásitos localizados en estos tejidos (p.ej., los coproanticuerpos). Varios parásitos, esencialmente los helmintos, inducen la producción de anticuerpos citofílicos de la clase IgE, que se detectan en el suero y en los tejidos. Nippostrongylus braziliensis, parásito de la rata, sirve como modelo para estudiar el mecanismo de defensa del huésped contra los helmintos. Varios autores demostraron experimentalmente con este nemátodo lo que sucede con las infecciones repetidas. Cuando ocurre la infección primaria una proporción de las larvas infectantes se pierde, las sobrevivientes se establecen y maduran, pero casi todas son expulsadas y solo permanece en el tubo digestivo una población residual. En las infecciones posteriores se aumenta el número de gusanos expulsados. La variación de la permanencia o expulsión de los parásitos cambia de acuerdo al estado de inmunidad del hospedero y al genotipo. Existe un patrón similar para otros nemátodos (p.ej., Trichinella spiralis, Trichuris muris y Strongyloides ratti, en ratas y ratones.25

Experimentalmente, se puede demostrar que existe una asociación entre el desarrollo de inmunidad contra ciertos parásitos y la aparición de anticuerpos, principalmente del tipo IgE. Estos anticuerpos causan daños severos en el citoplasma de las células grandes del tubo digestivo del parásito y atacan algunas enzimas. Sin embargo, los anticuerpos por sí solos no constituyen el único mecanismo de rechazo de algunos gusanos, pero sí son importantes.26

El aumento de los eosinófilos es un hallazgo característico de las helmintiasis que invaden tejidos. Se desconoce bastante sobre el mecanismo de producción y la participación de los eosinófilos en el proceso inmune. Se asocia la eosinofilia con una reacción de tipo alérgico, desencadenada por la presencia de parásitos o sus antígenos. En aquellos tejidos en donde mueren larvas de parásitos y estas se desintegran, existe formación de granulomas eosinofílicos. Entre las explicaciones acerca de la presencia de eosinófilos en la circulación o en los tejidos se mencionan las siguientes hipótesis:

 La histamina produce atracción de los eosinófilos.

 Los eosinófilos actúan como antagonistas de la histamina.

 Los eosinófilos contienen histaminasa.

 Los complejos antígeno anticuerpo, o cada uno de ellos por separado, pueden atraer los eosinófilos; una linfocina puede estimular la producción de los eosinófilos.

En la infección por T. spiralis se encuentra una gran mastocitosis en la mucosa intestinal. La intensidad de esta respuesta está genéticamente determinada y ligada a los genes del MHC.27

Inmunopatología

La presencia de parásitos en un huésped induce una respuesta inmune con fines defensivos, lo cual no siempre se logra. En algunos casos, la patogenia de la enfermedad se debe a ciertas reacciones inmunológicas no deseadas que ocurren simultánea o consecutivamente con el proceso defensivo, especialmente en varios parásitos helmintos que tienen una larga vida y causan infecciones crónicas.28

Varias infecciones parasitarias se acompañan de hipersensibilidad de tipo inmediata o retardada. Por ejemplo, en cobayos parasitados o sensibilizados con ciertos helmintos se logra producir un choque anafiláctico mediante inyecciones intravenosas de antígenos homólogos. En el huésped humano, este choque se presenta por la ruptura de un quiste hidatídico. La invasión por larvas de helmintos produce un síndrome caracterizado por infiltración pulmonar, tos seca e intensa eosinofilia sanguínea; esta entidad clinicopatológica se conoce como eosinofilia tropical o pulmón eosinofílico. Igualmente, se observa un proceso inflamatorio transitorio por el paso de larvas a través de los pulmones, conocido como síndrome de Löeffler. En el síndrome de migración larvaria visceral se encuentran lesiones granulomatosas crónicas y eosinofilia periférica. La presencia de huevos de Schistosoma mansoni (también de otros helmintos) en hígado y pulmones desencadena una elevada respuesta mediada por células Th2 y se forman granulomas o pseudotubérculos con un intenso infiltrado eosinofílico. Los eosinófilos tienen una actividad lítica principalmente sobre las formas larvarias.

Los anticuerpos que aparecen en las parasitosis pueden reaccionar con productos del parásito y algunos de ellos dan reacciones cruzadas con antígenos del huésped. Pueden, asimismo, unirse con los antígenos solubles del parásito para formar complejos antígeno anticuerpo, llamados complejos inmunes, los cuales adquieren propiedades patogénicas al localizarse en ciertos tejidos donde activan el complemento para producir lesiones inflamatorias, degenerativas o necrosantes. Las nefropatías presentes en infecciones por Plasmodium malariae se relacionan con los complejos inmunes formados por los anticuerpos específicos y los antígenos solubles del parásito, los cuales se depositan en el riñón y, conjuntamente con el complemento, producen lesiones glomerulares.29

Otro tipo de enfermedad relacionada con el estado inmunológico del individuo es la agudización de ciertas infecciones latentes. Esto sucede por inmunodeficiencias congénitas, adquiridas o inducidas por medicamentos inmunosupresores. Entre las adquiridas, la de mayor importancia actual es el síndrome de inmunodeficiencia adquirida (sida). El creciente uso de medicamentos inmunosupresores y antineoplásicos ha influido en los últimos años para que algunos parásitos oportunistas se presenten con mayor frecuencia y gravedad como ocurre en el tratamiento de enfermedades autoinmunes y en pacientes con trasplantes de órganos. Ejemplos de parásitos oportunistas son: Toxoplasma gondii, Cryptosporidium spp., microsporidios, Cystoisospora y Strongyloides stercoralis, especialmente en pacientes que reciben terapia corticosteroidea.30

Inmunodiagnóstico

El desarrollo de métodos inmunológicos es importante para mejorar el diagnóstico de ciertas enfermedades parasitarias y para su estudio epidemiológico. Inicialmente, las reacciones serológicas tuvieron un valor limitado por las dificultades para obtener buena especificidad, sensibilidad y reproducibilidad. Esto sucedió, principalmente, por la forma empírica de la preparación de los antígenos, que eran productos crudos, con los cuales se obtenían resultados de poca exactitud. Cuando los parásitos no son cultivables y se requiere obtenerlos de los tejidos del huésped, los materiales de dichos tejidos se incorporan a los antígenos parasitarios y dan reacciones cruzadas no deseadas. El desarrollo de nuevas maneras de separación y la purificación de fracciones antigénicas mejoraron en todos los aspectos los diferentes métodos, puesto que la calidad de los antígenos es esencial en la especificidad y la sensibilidad de las pruebas. Un ejemplo que ilustra este cambio en el concepto de las pruebas inmunológicas es lo sucedido con el antígeno de Entamoeba histolytica que, en épocas anteriores, se preparaba de cultivos asociados a otros microorganismos y los resultados eran inespecíficos. Cuando se logró obtener cultivos axénicos (libres de otros microorganismos) y preparar antígenos purificados, las reacciones mejoraron en su especificidad.31

Después de separar Entamoeba histolytica (patógena) de Entamoeba dispar (no patógena),32 ambas con morfología idéntica, se hizo necesario tener pruebas inmunológicas para diferenciarlas. Fue así como se obtuvieron anticuerpos específicos en conejos, con los cuales se realizan las pruebas de ensayo inmunoenzimático ligado a enzimas (ELISA, por su sigla en inglés de enzyme-linked immusorbent assay) en materia fecal, que permite identificar antígenos específicos para las dos amebas. Otro ejemplo de avance en inmunodiagnóstico puede apreciarse en el uso del inmunoblot en cisticercosis, procedimiento que supera el método de ELISA.33

Los antígenos parasitarios se han dividido en dos grupos: al primero pertenecen aquellos preparados con el cuerpo del parásito, la pared, los órganos o las organelas, y se conocen con el nombre de antígenos endógenos o somáticos. En el segundo grupo están los antígenos que se obtienen de los productos de secreción o excreción de los parásitos durante su desarrollo o metabolismo, y se denominan exoantígenos o antígenos exógenos. Existen antígenos comunes entre los distintos estados de desarrollo del parásito y aun entre varios parásitos de género diferente. Otros antígenos cambian de acuerdo a la etapa de desarrollo en que se encuentra el parásito. Los tripanosomas sirven como ejemplo para ilustrar los cambios antigénicos, puesto que muestran variaciones entre las clonas y se han aislado más de 20 variantes antigénicas de una cepa.34

Las técnicas inmunológicas empleadas en el diagnóstico de las enfermedades parasitarias son las mismas existentes para otras infecciones. Con estas pruebas se detectan varios tipos de anticuerpos que reciben el nombre, según la técnica empleada, como precipitinas, aglutininas, anticuerpos fijadores del complemento, opsoninas, lisinas, anticuerpos fluorescentes, etc., y su presencia es indicativa de infección. El uso de anticuerpos monoclonales aumenta la especificidad de las pruebas. En algunas parasitosis como en la toxoplasmosis existen anticuerpos capaces de destruir los parásitos.

Las pruebas utilizadas para detectar anticuerpos pueden presentar tres desventajas: volverse positivas lentamente y no ser útiles en las etapas iniciales de la infección; persistir por algún tiempo después de que la infección parasitaria termina, lo cual origina confusión en el diagnóstico de infección actual; o presentar reacciones cruzadas que impiden un diagnóstico preciso. Estas desventajas disminuyen cuando las pruebas detectan antígenos, lo cual asegura el diagnóstico de la enfermedad actual y tienen valor en pacientes inmunosuprimidos. Estos últimos métodos ya se utilizan en algunas parasitosis y tienen más valor.

Inmunizaciones

Las vacunas, tal como se practican para obtener protección contra ciertas enfermedades bacterianas o virales, no se han logrado satisfactoriamente para las enfermedades parasitarias en humanos, aunque se investiga en algunas de ellas como malaria y leishmaniasis. Varios grupos de investigadores en el mundo trabajan activamente en la obtención de una vacuna contra malaria por P. falciparum. En la Unión Soviética y en otros países orientales se ha aplicado inmunización en varias comunidades para la protección de reinfecciones con Leishmania tropica mediante la inducción de una infección primaria.

Para los helmintos se ha tenido menos éxito. Como ejemplo está la vacuna desarrollada para Ancyclostoma caninum en perros,35 que produce cierta resistencia a la infección después de inmunizarlos con larvas vivas irradiadas, aunque se presentan reacciones secundarias severas. Este ejemplo de vacuna en animales ha sido superado en eficiencia con la obtenida para la Taenia de ovejas (Taenia ovis) por medio de proteínas recombinantes y ácido desoxirribonucleico (ADN).36 En Medicina Veterinaria hay mayor interés comercial y menos requerimientos de seguridad que en medicina humana. Contra helmintos humanos, la vacuna en la que más se ha investigado es contra esquistosomas, que está en la fase de experimentación clínica en humanos.

Actualmente, se experimenta con las vacunas moleculares contra parásitos, con el uso como inmunógenos de algunas proteínas antigénicas,37 epítopes conformados por péptidos y, en algunos casos, vacunas polivalentes. El éxito de estas inmunizaciones es relativo, ya que con los parásitos se tienen problemas para conseguir una verdadera protección por la complejidad de sus estructuras, la variabilidad de las formas parasitarias que adopta durante su ciclo de vida, la cronicidad de la infección y la dificultad para demostrar la eficacia de la vacuna en poblaciones humanas.

BIOLOGÍA MOLECULAR

Los clínicos y los epidemiólogos han sentido la necesidad de desarrollar procedimientos rápidos y precisos para los estudios biológicos, el diagnóstico, la prevención y el tratamiento de las infecciones parasitarias. La tecnología se basa en el uso de los ácidos nucleicos. Un parásito se puede lisar por diferentes métodos y liberar los ácidos nucleicos, los cuales se pueden desnaturalizar e hibridizar. En los años setenta se desarrolló la metodología para el análisis del ADN como método equivalente a detectar la “huella digital” de los parásitos, con la identificación genotípica entre las especies. En la década de los años ochenta se perfeccionaron los métodos de hibridización del ADN, con los cuales se identifica el agente causal de muchas entidades, gracias a la llamada sonda de ADN. Es factible marcar con un radionucleótido, fluorocromo, enzima o molécula antigénica, un ADN, ya sea una espiral simple, un fragmento, un oligonucleótido o un plásmido ADN.38

Cada especie, subespecie o cepa biológica tiene su espiral de ADN con una secuencia específica. Una espiral simple de ADN del parásito con un marcador (sonda) sirve para capturar la otra espiral complementaria de este ADN, una secuencia suya o ARN de un parásito. El éxito de la identificación por hibridización se debe a la selección correcta de las sondas específicas. En 1985 se desarrolló una estrategia para ampliar una secuencia determinada de ADN y ARN en el laboratorio por la técnica descrita como la reacción en cadena de la polimerasa (PC, por su sigla en inglés de polymerase chain reaction).39 En ella se emplean dos oligonucleótidos sintéticos y específicos y la enzima polimerasa para ADN. Con ciclos de desnaturalización e hibridización, y con los oligonucleótidos cebadores o “primers”, para el fragmento de ADN que se requiera amplificar, se pueden generar billones de copias de la secuencia inicial. Esta amplificación enzimática en cascada se detecta mediante las sondas marcadas o se analiza directamente por técnicas de electroforesis en gel de agarosa.

EPIDEMIOLOGÍA

Desde tiempos inmemoriales, los parásitos fueron reconocidos como causantes de enfermedad humana, probablemente por el gran tamaño de algunos, lo que permitía observarlos cuando eran eliminados. La medicina de Persia y Grecia daba importancia a los parásitos e Hipócrates recomendaba métodos para su tratamiento. Desde la antigüedad, las religiones restringían la comida de carne de animales al relacionarla con la posible transmisión de parásitos.

Factores epidemiológicos

Los conocimientos científicos de las parasitosis están, por lo usual, bien establecidos si se comparan con otras enfermedades humanas. Se conocen bien las características biológicas de la mayoría de los parásitos, los mecanismos de invasión, la localización en el organismo, la enfermedad, el tratamiento y las medidas de prevención y control. A pesar de lo anterior, las infecciones parasitarias están ampliamente difundidas y su prevalencia es en la actualidad similar en muchas regiones del mundo, contraria a la que existía hace 50 años o más.40 Las razones para esto se derivan de la complejidad de los factores epidemiológicos que las condicionan y de la dificultad para controlar o eliminar estos factores, que se pueden resumir en los siguientes:

Contaminación fecal. Es el factor más importante en la diseminación de las parasitosis intestinales. La contaminación fecal de la tierra o del agua es frecuente en regiones pobres donde no existe una adecuada disposición de excretas (figura 1-1) o donde se practica la defecación en el suelo (figura 1-2). Estas costumbres permiten que los huevos y las larvas de helmintos eliminados en las heces se desarrollen y lleguen a ser infectantes. Las protozoosis intestinales se transmiten principalmente por contaminación fecal a través de las manos o los alimentos.

Condiciones ambientales. La presencia de suelos húmedos y con temperaturas apropiadas es indispensable para la sobrevivencia de los parásitos. Las deficientes condiciones de las viviendas, la ausencia de agua potable y la acumulación de basura favorecen la entrada de artrópodos vectores (figura 1-3). La existencia de aguas aptas para la reproducción de estos vectores condiciona su frecuencia alrededor de las casas o de los lugares de trabajo. La presencia de caracoles en las aguas es indispensable para que se complete el ciclo de los tremátodos.

Vida rural. La ausencia de letrinas en los lugares de trabajo rural es el factor predominante para la alta prevalencia de las parasitosis intestinales en esas zonas. La costumbre de no usar zapatos y de tener contacto con tierra contaminada condiciona la presencia de uncinariasis. La esquistosomiasis se transmite a través de la piel por contacto con aguas que tengan larvas. La exposición a picaduras de insectos favorece la infección con parásitos transmitidos por ellos como la malaria, la leishmaniasis, la enfermedad de Chagas, la filariasis, etc. (figura 1-4).


Figura 1-1. Contaminación fecal. Mal uso de las letrinas.

Cortesía: Carlos Alejandro Botero, Universidad Pontificia Bolivariana, Medellín, Colombia.


Figura 1-2. Contaminación fecal. Defecación en la tierra y contaminación de fuentes de agua.

Original


Figura 1-3. Condiciones ambientales. Vivienda en mal estado, abundancia de basura y niños sin protección.

Original.


Figura 1-4. Vida rural. Casa rudimentaria en zona rural.

Original.

Deficiencias en higiene y en educación. La mala higiene personal y la ausencia de conocimientos sobre la transmisión y la prevención de las enfermedades parasitarias son factores favorables para su presencia. La ausencia de lavado o el uso de aguas contaminadas para lavar los alimentos crudos son causa frecuente de infecciones de origen fecal por vía oral, entre las que se encuentran las parasitosis intestinales (figura 1-5). Está bien establecido que, en el mismo país, los grupos de población que presentan las deficiencias anotadas tienen prevalencias más altas de parasitismo; estos grupos son los de nivel socioeconómico inferior que, a la vez, habitan zonas con deficiente saneamiento ambiental.


Figura 1-5. Deficiencia en higiene y educación. Mal lavado de los alimentos en agua contaminada.

Costumbres alimentarias. La contaminación de alimentos y agua de bebida favorecen el parasitismo intestinal (figura 1-6). La ingestión de carnes crudas o mal cocidas permite la infección por Taenia, Toxoplasma y Trichinella. El consumo de pescado, cangrejos y langostas, en las mismas condiciones de cocción deficiente, es el factor indispensable para que se adquieran otras cestodiasis y varias trematodiasis.

Migraciones humanas. El movimiento de personas de zonas endémicas a regiones no endémicas ha permitido la diseminación de ciertas parasitosis (figura 1-7). Esto sucede con el incremento de viajeros internacionales, migración de campesinos a las ciudades y refugiados después de catástrofes o guerras. La llegada de soldados en tiempo de guerra y la movilización de guerrilleros ha favorecido la diseminación de algunas parasitosis.


Figura 1-6. Costumbres alimentarias. Niños que comen con las manos los alimentos que se contaminan con la tierra.


Figura 1-7. Migraciones humanas. Niño desplazado con parasitosis intestinal en zona periurbana en donde vive en hacinamiento y con malas condiciones higiénicas.

Original.

Inmunosupresión. Los factores que han llevado a la diseminación del virus de la inmunodeficiencia humana (VIH) y, en consecuencia, del síndrome de inmunodeficiencia adquirida (sida), han determinado que algunas parasitosis oportunistas se adquieran o se reactiven como la microsporidiosis (figura 1-8), la criptosporidiosis (figura 1-9) y la toxoplasmosis (figura 1-10). Los avances médicos como los trasplantes y el amplio uso de corticosteroides y otros inmunosupresores han contribuido, de manera similar al sida, a aumentar la importancia de algunas parasitosis.


Figura 1-8. Inmunosupresión. Esporos de microsporidio coloreados obtenidos de cultivo.

Cortesía: Sonia del Pilar Agudelo, Martha Nelly Montoya. Fondo Editorial Biogénesis, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.


Figura 1-9. Inmunosupresión. Ooquistes de Cryptosporidium con coloración de Ziehl-Neelsen modificado en materias fecales. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS


Figura 1-10. Inmunosupresión. Tomografía axial computarizada (TAC) que muestra una encefalitis por Toxoplasma.

Cortesía: Santiago Estrada, Roberto Panesso, Laboratorio Departamental, SSSA, Medellín, Colombia.

PREVALENCIA DE LAS PARASITOSIS

Las parasitosis intestinales y esquistosomiasis fueron evaluadas en el año 2012 como problemas de salud pública que requerían quimioterapia preventiva, que consistía en la administración periódica y masiva de medicamentos antihelmínticos con un costo de menos de 0,50 dólares. Para esa época, los niños que requerían estos tratamientos en América Latina y el Caribe eran 49,3 millones para helmintiasis intestinales y 1,6 millones para esquistosomiasis.41 Los cálculos realizados para las zonas tropicales de América Latina, a fines del siglo XX, revelaron que aproximadamente el 30% de la población presenta parasitismo por Ascaris lumbricoides.42 Los datos anteriores son muy significativos por la posibilidad de producir enfermedad o muerte y porque su presencia está ligada a la contaminación fecal del suelo, lo que conlleva a la existencia de otras infecciones bacterianas o virales de origen fecal.

En Colombia se han realizado dos encuestas nacionales de morbilidad: la primera terminada en 196643 y la segunda en 1980.44 El parasitismo intestinal fue de 88% y 82%, respectivamente. La amebiasis por E. histolytica y E. dispar disminuyó de 24% a 12%, debido a mejor método diagnóstico en la segunda encuesta, puesto que descartó el error de confundirlas con E. hartmanni, que presenta quistes con menos de 10 micras de diámetro. Estudios recientes que diferencian E. histolytica de E. dispar demuestran que la prevalencia de la primera es de únicamente 1% a 3%. En cambio, Giardia lamblia permaneció con una prevalencia semejante en ambas encuestas: de 12% y 13%, respectivamente.45 Es importante saber que esas parasitosis intestinales estuvieron siempre más altas en la población infantil.

La malaria aún es un problema de salud pública en la mayoría de los países tropicales, puesto que afectó 107 países en el 2004, con una incidencia anual de 300 a 500 millones de casos clínicos, con más de un millón de muertes al año, especialmente de niños menores de cinco años. En África subsahariana se presentaron el 60% de todos los casos del mundo.46 Entre el 2000 y el 2012, las tasas estimadas de mortalidad en el mundo disminuyeron en un 42% en todos los grupos de edad y en un 48% en niños menores de cinco años. La meta de la Asamblea mundial de la salud es reducir las tasas de mortalidad en malaria en un 75% para el 2015.47

La enfermedad de Chagas es prevalente en la mayoría de los países de América Latina y constituye una amenaza permanente para casi la cuarta parte de la población, estimada en 28 millones de personas en el año 2006, las cuales se encuentran en riesgo de adquirir la infección, debido a la distribución geográfica de los insectos vectores y de los múltiples reservorios involucrados en los diversos ciclos de transmisión.48 En Colombia, se estima que alrededor de ocho millones de personas están expuestas a la transmisión vectorial de la enfermedad de Chagas y existen entre 700.000 y 1.200.000 personas infectadas.49 Estudios entre el 2002 y el 2004 en comunidades indígenas de la Sierra Nevada de Santa Marta se registran prevalencias hasta del 47% en la población general.50,51

Con el incremento de las enfermedades con deficiencias inmunológicas y el uso de medicamentos inmunosupresores, algunas parasitosis adquirieron especial importancia debido a la actividad oportunista de los parásitos. Este es el caso de la criptosporidiosis y la estrongiloidiasis.

DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA

Algunas enfermedades parasitarias son cosmopolitas, ya que las condiciones de transmisión existen universalmente (p.ej., la oxiuriasis se transmite de persona a persona por deficiente aseo de manos; la tricomoniasis vaginal es una parasitosis de trasmisión sexual; y la toxoplasmosis se transmite por contaminación con materia fecal de gatos o consumo de carne mal cocida). Otras parasitosis tienen distribución geográfica variable debido a factores especiales como la presencia de vectores o huéspedes intermediarios exclusivos (p.ej., la tripanosomiasis africana o enfermedad del sueño solamente se presenta en África y únicamente en las zonas donde se encuentra la mosca Glossina o “tse-tsé”, que es la transmisora; la tripanosomiasis americana o enfermedad de Chagas solo se presenta en América Latina y coincide con la distribución de los triatominos de los géneros Rhodnius, Triatoma y Panstrongylus). Otras enfermedades parasitarias transmitidas por artrópodos tienen distribución geográfica más amplia, ya que los vectores están muy esparcidos en todo el mundo. La malaria ocurre solo en las zonas donde existen las especies de Anopheles capaces de transmitirla. Al norte y al sur del planeta, las enfermedades transmitidas por artrópodos son escasas; esta frecuencia va en aumento a medida que se acerca a la línea ecuatorial. En los países tropicales existen condiciones apropiadas para la vida y reproducción de los artrópodos vectores. Las condiciones de vida primitiva, el deficiente saneamiento ambiental, la mala vivienda y las precarias condiciones socioeconómicas facilitan el contacto de los artrópodos con el hombre.

El gran grupo de parasitosis transmitidas por el suelo contaminado con materias fecales, y adquiridas por vía oral o cutánea, predomina en los países de las zonas tropicales. La ausencia de letrinas, la falta de agua potable, la deficiencia en la educación, el mal saneamiento ambiental y la baja capacidad económica de gran parte de la población, son factores que determinan la alta prevalencia de parasitosis. La desnutrición contribuye a que esas parasitosis se manifiesten como enfermedad.

Algunas costumbres de los pueblos influyen en la frecuencia de ciertos parásitos. El hábito de comer carnes crudas y utilizar heces humanas como abonos, favorecen la diseminación de ciertos parásitos en algunas regiones. Por el contrario, la costumbre que tienen algunos grupos humanos de no comer carne, explica la ausencia de las parasitosis transmitidas por este mecanismo.

PREVENCIÓN Y CONTROL

La prevención y el control de las parasitosis intestinales se basan en los métodos tradicionales, consistentes en el uso de letrinas, la higiene personal, el calzado, el agua potable, la educación y el saneamiento ambiental. Estas medidas se han adoptado esporádicamente en los países pobres y, de manera definitiva, en los desarrollados. En los primeros no han producido resultados favorables, puesto que se requiere que se mantengan permanentemente y que vayan paralelos al desarrollo socioeconómico, que no se ha logrado. En los últimos años, con la presencia de modernos antiparasitarios, se ha utilizado el tratamiento comunitario o en masa como una medida coadyuvante en el control de algunas parasitosis.51 Estos programas de desparasitación se hacen específicamente para nemátodos (áscaris, tricocéfalos, uncinarias y oxiuros), que son susceptibles de ser disminuidos en prevalencia e intensidad de la infección con una dosis única del antihelmíntico escogido: albendazol, mebendazol o pamoato de piranteloxantel. El antihelmíntico se debe suministrar cada seis meses, durante mínimo tres años y siempre asociado a un plan educativo de prevención. Los países que han desarrollado estos programas lo han hecho en la población infantil, principalmente en las escuelas y en instituciones que albergan niños. En Colombia, la Ley 100 de Seguridad Social obliga a realizar este programa, que se considera de gran beneficio en relación con el costo. La resolución de la Asamblea de la OMS, en mayo de 2001, recomienda asegurar la provisión de antihelmínticos para tratamientos clínicos y para los programas de control en la población infantil.52

En las parasitosis que se adquieren por ingestión de alimentos crudos se requiere implantar la costumbre de la buena cocción y el control de las carnes en los mataderos. Las parasitosis transmitidas por artrópodos se han tratado de controlar por medio del ataque a estos vectores, lo cual ha sido difícil de lograr en la mayoría de los casos. La malaria es un ejemplo importante que revela esta dificultad. Hace unos años, con el descubrimiento del dicloro difenil tricloroetano (DDT) y otros insecticidas, se planeó la erradicación de la enfermedad con bases científicas. Ciertos factores biológicos de resistencia y razones socioculturales en las zonas afectadas hicieron imposible la erradicación y crearon la necesidad de implantar programas integrados de control. El caso de la enfermedad de Chagas y, particularmente, los resultados de la iniciativa de los países del cono sur (Argentina, Brasil, Bolivia, Chile, Paraguay y Uruguay) han demostrado que las herramientas actuales son eficaces y económicamente abordables por los ministerios de salud de los países latinoamericanos.47 Las filariasis, igualmente transmitidas por mosquitos, que son muy difíciles de controlar por insecticidas, se han reducido por la administración de medicamentos específicos durante varios años. Por esto, la oncocercosis ha disminuido mucho en zonas endémicas mediante la ivermectina; la filariasis linfática se ha controlado y, aún se piensa que puede erradicarse en algunas regiones, con el uso de la combinación de albendazol con ivermectina o con dietilcarbamazina.

Otras parasitosis, con huéspedes intermediarios específicos, requieren programas propios. En el caso de la esquistosomiasis, el ataque a los caracoles es una de las medidas que utilizada y, más recientemente, el tratamiento comunitario con praziquantel, el antihelmíntico de preferencia en esta parasitosis.53 En las parasitosis congénitas es muy importante la difusión de conocimientos sobre medidas de prevención como ocurre en la toxoplasmosis.

Las vacunaciones contra enfermedades parasitarias solo existen en etapa experimental. Se espera que, con el progreso científico, puedan obtenerse para enfermedades tan graves y difundidas como la malaria, la leishmaniasis, la tripanosomiasis y otras.

IMPORTANCIA ECONÓMICA

La malaria es una enfermedad que, a través de la historia, ha restringido la utilización y explotación de las tierras afectadas; así, ha limitado el desarrollo económico de muchas regiones.

La oncocercosis y la tripanosomiasis, en algunas regiones de África, han hecho que grandes zonas sean inutilizadas para la agricultura. La uncinariasis es un factor debilitante de la salud de los trabajadores de minas y zonas agrícolas.

En varios países se han establecido programas de control de las helmintiasis intestinales con tratamientos periódicos. Estos programas se basan en experiencias hechas en grupos de población infantil con estas parasitosis.54 En Colombia y en muchos países en desarrollo, las diarreas y enteritis son las primeras causas de morbilidad y mortalidad infantil, con altos costos derivados de su tratamiento, hospitalización, etc. Aunque los principales agentes causales son bacterianos y virales, los parásitos intestinales son importantes en aproximadamente 3% a 5% de esas diarreas.

En Colombia, de acuerdo con la Encuesta Nacional de Morbilidad de 1966, se encontró que el 80% de la población presentaba parásitos intestinales patógenos, el 37% sufrían enfermedad por esta causa, y el 7% demandaban consulta médica, todo lo cual representaba una pérdida económica alta y un costo elevado por atención de salud.43,44

GENERALIDADES SOBRE PARÁSITOS DEL REINO PROTISTA

El reino Protista y el subreino Protozoa agrupan los organismos unicelulares denominados protozoos o protozoarios, unos de vida libre y otros parásitos de animales y plantas. Son microscópicos y se localizan en diferentes tejidos. Algunos son inofensivos, otros producen daños importantes que trastornan las funciones vitales, producen enfermedad y, en ciertos casos, la muerte del huésped.

Morfología

La mayoría de los protozoos son móviles en una etapa de su desarrollo, lo que se conoce con el nombre de forma vegetativa o trofozoíto. Algunos pueden transformarse en una forma de resistencia conocida como quiste. Los trofozoitos constan de membrana, citoplasma y núcleo. La membrana varía de espesor según las especies y sus principales funciones son: limitar el parásito, servir como elemento protector y permitir el intercambio de sustancias alimenticias y de excreción. El citoplasma es una masa coloidal y representa el cuerpo del organismo; en algunas especies se puede diferenciar claramente una parte interna, granulosa y vacuo-lada llamada endoplasma; y otra externa, hialina y refringente, el ectoplasma.

En algunos protozoos existen vacuolas en el citoplasma: unas son alimenticias, encargadas del metabolismo de los nutrientes; y otras son excretoras, que facilitan la eliminación de sustancias. Asimismo, se encuentran mitocondrias y sustancias nutritivas de reserva que reciben el nombre de cuerpos cromatoidales. El núcleo es ovoide o esférico, se encuentra localizado en cualquier parte del citoplasma, casi siempre es único y sus funciones principales son las de regular la síntesis proteica y la reproducción. Usualmente, consta de membrana, gránulos de cromatina y cariosoma o nucléolo.

Fisiología

En los seres unicelulares existen ciertas partes de la célula llamadas organelas, que se especializan en llevar a cabo funciones vitales como la alimentación, la respiración, la reproducción y la locomoción.

La alimentación se realiza mediante diferentes mecanismos. El más simple es la ósmosis, que consiste en el intercambio de sustancias orgánicas disueltas en el medio donde viven, a través de su membrana. Otro procedimiento es la fagocitosis, que se realiza por medio de prolongaciones de su ectoplasma o seudópodos, las cuales engloban las partículas alimenticias hasta incorporarlas al citoplasma. Un tercer mecanismo se observa en ciertos protozoos que utilizan sus cilios o flagelos para acercar los nutrientes a una boca o citostoma por donde penetran a la célula.

El metabolismo se realizar en las vacuolas, donde se producen enzimas digestivas. Los residuos de este metabolismo se eliminan a través de la membrana celular; en algunas especies se hace por un orificio excretor llamado citopigio y en otras solo se liberan los residuos cuando sucede la ruptura de la célula como en la liberación del pigmento malárico en los protozoos del género Plasmodium.

La respiración en algunos protozoos es aerobia, pero en la mayoría es anaerobia. Un componente esencial que existe en los protozoos (y en los helmintos) es la tubulina, la cual se afecta por algunos agentes antiparasitarios como el albendazol (uno de los mecanismos de acción para realizar su efecto parasiticida). En la primera, toman el oxígeno de su medio ambiente y expulsan el dióxido de carbono a través de la membrana celular. En la segunda, necesitan metabolizar ciertas sustancias de las cuales obtienen el oxígeno.

Reproducción

Los protozoarios se multiplican por reproducción asexual y solo algunos tienen reproducción sexual (figura 1-11).

Reproducción asexual. Este tipo de reproducción tiene tres modalidades:

División binaria. Consiste en la división longitudinal o trasversal de las formas vegetativas, de la cual resultan dos nuevos seres iguales al primero.

División múltiple. Ocurre cuando una célula origina varias formas vegetativas. Se llama esquizogonia cuando el núcleo del trofozoíto se divide varias veces para dar origen a una célula multinucleada; posteriormente, cada nuevo núcleo se rodea de una porción del citoplasma de la célula madre y luego se separa en organismos independientes.

Endodiogenia. Formación de dos células hijas dentro de la célula madre.

En algunos protozoos existe una reproducción similar, pero a partir de quistes multinucleados. El número de nuevos organismos que se originan en la reproducción múltiple depende de cada especie.

Reproducción sexual.

Reproducción esporogónica. La reproducción sexual existe en ciertos protozoos como Plasmodium. Las formas trofozoíticas no dividen su núcleo, sino que sufren una serie de diferenciaciones morfológicas y se transforman en células masculinas o femeninas llamadas gametocitos, que maduran sexualmente y constituyen los gametos, los cuales se unen y forman el zigoto, el cual origina numerosos organismos.


Figura 1-11. Reproducción. 1 a. División binaria; 1 b. División múltiple (esquizogonia); 1 c. Endodiogenia; 2 a. Reproducción esporogónica; 2 b. Conjugación.

Conjugación. Existe otro tipo de reproducción sexual menos frecuente en los protozoos del hombre denominada conjugación, como ocurre en Balantidium, consistente en la unión de dos células entre las cuales se forma un puente citoplasmático por donde intercambian material genético, después de lo cual se separan y cada una sigue su proceso de división binaria.

Locomoción

Los protozoos presentan mecanismos diversos de locomoción, función que se tiene en cuenta como uno de los parámetros para su clasificación, así:

Seudópodos. Un grupo se moviliza por la formación de seudópodos, que ejercen tracción sobre el citoplasma. Por su aparición sucesiva se produce el desplazamiento del parásito. Los protozoos que se movilizan por este mecanismo se clasifican en la clase Rhizopodea.

Flagelos. Otros presentan varios filamentos móviles o flagelos que se mueven a manera de látigo, lo que produce el desplazamiento de la célula; se agrupan en la clase Zoomastigophorea.

Cilios. Los que tienen su cuerpo cubierto de cilios o pestañas vibrátiles que se mueven sincrónica-mente y producen la traslación del organismo; se clasifican en el filo Ciliophora.

Esporozoario. Los que carecen de órganos de locomoción en casi todas sus etapas de desarrollo; se clasifican en la clase Sporozoea.

Clasificación

En la tabla 1-1 se resume la clasificación taxonómica de los Protistas que pueden parasitar al ser humano, según: clase, orden, familia y género.

GENERALIDADES SOBRE HELMINTOS

Los helmintos o vermes, comúnmente llamados gusanos, son seres multicelulares o metazoarios, ampliamente distribuidos en la naturaleza. Muchos viven libremente y otros se adaptaron a llevar vida parasitaria en vegetales, en animales o en el hombre. Existe similitud aparente entre los gusanos de vida libre y los parásitos, pero realmente hay grandes diferencias entre ellos, adquiridas a través de los siglos. El parasitismo se estableció, de manera progresiva, cuando diferentes helmintos encontraron huéspedes apropiados en los que podían alimentarse y alojarse. Esta adaptación originó cambios en los agentes invasores hasta constituir especies diferentes, morfológica y fisiológicamente distintas de sus predecesores. Los helmintos parásitos tienen tal grado de especialización que, algunos, no pueden vivir sino en ciertos huéspedes y, en ellos, presentan localizaciones determinadas. Otros no son tan específicos en la selección de sus huéspedes y el hombre puede adquirirlos de los animales.

Morfología y fisiología

Los nematelmintos o nemátodos son gusanos de cuerpo cilíndrico, cavidad corporal y tubo digestivo completo (figura 1-12). En el corte transversal de un nemátodo hembra coloreado (filaria Loa loa) se observan con detalle las estructuras internas (figura 1-13). Los platelmintos son aplanados, sin cavidad corporal y con un aparato digestivo muy rudimentario; se dividen en céstodos con cuerpo segmentado como las tenias (figura 1-14 A). Los tremátodos no segmentados (figura 1-14 B). El corte trasversal de un proglótide del céstodo Taenia saginata muestra con detalle las diferentes estructuras (figura 1-15). El corte transversal de un tremátodo, Clonorchis sinensis, muestra en detalle las estructuras internas (figura 1-16). Todos presentan el sistema reproductor muy desarrollado y, la mayoría de los platelmintos, son hermafroditas, lo cual es un mecanismo para contrarrestar las dificultades para mantener la especie; esto requiere que haya enorme número de huevos o larvas en la descendencia para que, al menos algunas puedan, a veces por mecanismos biológicos complicados, invadir nuevos huéspedes. Los cambios morfológicos que han experimentado los parásitos son muy variados. Muchos han adquirido órganos de fijación, con ganchos o ventosas; otros han formado una cutícula resistente a los jugos digestivos del huésped y la mayoría han adquirido un aparato digestivo sencillo, ya que toman el alimento ya digerido por el huésped. Muchos helmintos, en especial las formas larvarias, poseen glándulas que secretan sustancias líticas para facilitar la penetración a los tejidos.

Tabla 1-1. Clasificación de los principales Protistas parásitos.

El sistema excretor es sencillo, usualmente constituido por tubos colectores que desembocan al exterior del parásito. El sistema nervioso es rudimentario y sirve para originar el movimiento y la respuesta a los estímulos. Está formado por cuatro troncos nerviosos mayores unidos por otros más delgados que terminan en papilas. No hay propiamente aparato locomotor, excepto en algunas larvas que lo han desarrollado en diferentes formas. Algunos helmintos tienen la capacidad de trasladarse por movimientos reptantes. No hay un sistema circulatorio propiamente y carecen de aparato respiratorio; la mayoría son anaerobios facultativos. La cavidad donde se encuentran los órganos contiene líquido y es llamada pseudocele o pseudoceloma.


Figura 1-12. Nemátodo. 2 A. Nemátodo adulto. Seu: seudoceloma; C: cutícula; Ad: aparato digestivo; Ag: aparato genital; 2 B. Corte transversal de nemátodo. Ag: aparato genital; C: cutícula; M: musculatura; Seu: seudoceloma; I: intestino.

Clasificación

Los helmintos de mayor importancia médica pertenecen a los fila Nematoda y Platyhelminthes. Los primeros están divididos en dos clases: Aphasmidea y Phasmidea, de acuerdo a la ausencia o presencia de fasmides, pequeñas papilas quimiorreceptoras en el extremo posterior. Los segundos se subdividen en las clases Cestoda y Digenea; este último es más conocido con el nombre de superclase Trematoda.

En las tablas 1-2 y 1-3 se encuentra una clasificación sencilla de los principales helmintos productores de infección humana.

GENERALIDADES SOBRE ARTRÓPODOS

El término artrópodo significa “patas articuladas” y se utiliza para designar el inmenso número de animales pequeños invertebrados que tienen exoesqueleto quitinoso, cuerpo segmentado y simétrico bilateralmente. Poseen una cavidad interna o hemocele, en la cual existe un líquido llamado hemolinfa, que actúa como aparato circulatorio. El sistema nervioso es rudimentario y de tipo ganglionar. El aparato digestivo está bien desarrollado, lo mismo que algunos órganos de los sentidos.

Existen sexos separados y presentan, frecuentemente, una gran actividad reproductiva, con metamorfosis completa o incompleta. La primera incluye huevo, larva, pupa y adulto, que son morfológicamente muy diferentes; la segunda tiene huevo, ninfa y adulto, las ninfas son morfológicamente similares a los adultos, pero más pequeñas. El número de especies de artrópodos existentes en la naturaleza sobrepasa al resto de especies animales. El estudio de los artrópodos constituye una ciencia de gran importancia dentro de la biología y con mucha aplicación en varias áreas como son agricultura, la ecología, la veterinaria y medicina. La mayoría de los artrópodos son benéficos en la naturaleza al participar en el equilibrio ecológico del medio ambiente, porque sirven de alimento para otros animales, destruyen ciertos seres vivos perjudiciales, consumen materias orgánicas en descomposición, actúan como polinizadores de algunas plantas y algunos, como las abejas, producen sustancias útiles al hombre.


Figura 1-13. Nemátodo. Corte transversal de la filaria Loa loa hembra.C: cutícula, LC: cuerda hipodérmica lateral; CM y FM: capa muscular con fibrillas citoplasmáticas (CM) y fibrillas contráctiles (FM); PC: pseudoceloma; UT: ramas uterinas; IN: intestino; SR: receptáculo seminal. Coloración tricrómica.

Cortesía: Orihel TC, Ash LR. Parasites in Human Tissues. Am Soc Clin Pathol


Figura 1-14. Platelmintos. A. Céstodo (tenia). B. Tremátodo. Es: escólex. Cu: cuello. Pi: proglótides inmaduros. Pm: proglótides maduros. Pg: proglótides grávidos. Vo: ventosa oral. Vv: ventosa ventral. Agf: aparato genital femenino. Ic: intestino ciego. Agm: aparato genital masculino.


Figura 1-15. Céstodo. Sección transversal de proglótide de Taenia saginata. La parte externa es el tegumento grueso; CO: capa cortical del parénquima; ME: capa medular del parénquima rodeada de músculos longitudinales; EC: troncos excretores; UT: ramas uterinas.

Cortesía: Orihel TC, Ash LR. Parasites in Human Tissues. Am Soc Clin Pathol.


Figura 1-16. Tremátodo. Sección transversal de Clonorchis sinensis. UT: útero enrollado de color café lleno de huevos; OV: ovario lobulado; IC: intestino ciego; EC: canales excretores; VS: ventosa ventral.

Cortesía: Orihel TC, Ash LR. Parasites in Human Tissues. Am Soc Clin Pathol.

El hombre como depredador y causante de daños en la naturaleza introduce un desequilibrio en las poblaciones de los seres vivos y favorece la proliferación de artrópodos que destruyen cultivos o afectan al hombre y a los animales. Unos pocos utilizan los seres humanos como hospederos y le producen directamente perjuicio representado por enfermedad o transmisión de agentes patógenos. Los artrópodos de importancia médica aparecen en tablas 1-4 y 1-5.

Clases principales

Insecta o hexápoda. Esta clase es la más importante del filo Arthropoda y la que tiene más relación con la Medicina. A su estudio se le llama Entomología. Las estimaciones sobre la cantidad de especies de insectos descritos en el mundo van de 625.000 a 1.500.000. Los insectos son dioicos, es decir, que presentan sexos separados. Se reproducen por medio de huevos y presentan dos tipos principales de metamorfosis: la metamorfosis incompleta o hemimetábola, que pasa por estados de huevos, ninfa y adulto; la ninfa es igual al adulto, pero con las alas poco desarrolladas e inmadura sexualmente; la metamorfosis completa u holometábola presenta los estados de huevo, larva, pupa y adulto; la larva y la pupa son totalmente distintas al adulto y viven en hábitats diferentes.

Los insectos adultos tienen el cuerpo dividido en tres regiones (figura 1-17): cabeza, que posee aparato bucal, ojos y un par de antenas; tórax, dividido en tres segmentos: protórax, mesotórax y metatórax, de cada uno de los cuales sale un par de patas; en los insectos que tienen alas se encuentran un par en el mesotórax y otro par en el metatórax; el abdomen no tiene apéndices, excepto los órganos reproductores. La respiración se lleva a cabo por medio de una red compleja de tubos traqueales microscópicos (espiráculos respiratorios) que se abren al exterior a través de la pared del cuerpo y llevan aire directamente a todo el organismo del insecto (figura 1-18).

Tabla 1-2. Clasificación de los principales nemátodos parásitos.

Tabla 1-3. Clasificación de los principales platelmintos, acantocéfalos y pentastómidos.

Arachnida. Esta clase constituye el segundo grupo en abundancia y diversidad entre los artrópodos, con alrededor de 80.000 especies descritas en el mundo, cifra que sobrepasa el número de especies conocidas de todos los animales vertebrados. Comprende las arañas, garrapatas, ácaros, escorpiones y formas relacionadas. Algunos arácnidos actúan como vectores de gérmenes patógenos importantes (p.ej., las garrapatas portan organismos causales de las fiebres recurrentes y manchadas en el hombre, fiebre de Texas en animales y anaplasmosis bovina).

Los arácnidos más importantes como las garrapatas, los ácaros y las arañas no presentan cuerpo segmentado; los escorpiones, pseudoescorpiones y otros semejantes están claramente segmentados. El cuerpo se divide en dos partes (figura 1-19); primero el cefalotórax (prosoma), compuesto por la cabeza y el tórax; y después el abdomen (opistoma), los escorpiones tienen un telson o aguijón (figura 1-20). En los ácaros y las garrapatas el cefalotórax y el abdomen están fusionados al cuerpo, lo que da la apariencia de una masa única.

Tabla 1-4. Clasificación de los principales artrópodos, clase Insecta, de importancia médica.

Tabla 1-5. Clasificación de los principales artrópodos, clase Arachnida.

Con pocas excepciones, los arácnidos adultos poseen cuatro pares de patas, aunque las larvas de las garrapatas y la mayoría de los ácaros tienen solo tres pares. Ningún arácnido tiene alas ni antenas y los ojos son simples. El sistema respiratorio de los arácnidos, especialmente el de las garrapatas y los ácaros, es traqueal como el de los insectos. En las arañas, el órgano respiratorio es una combinación de filotráqueas y tráqueas (libro pulmonar). En general, los arácnidos son depredadores o parásitos.

Crustácea. Hay pocos crustáceos de importancia médica. Algunos de vida acuática, como Cyclops, sirven como huéspedes intermediarios de algunos parásitos humanos.


Figura 1-17. Insecto. Mosquito. Cabeza que tiene ojos, un par de antenas, aparato bucal con proboscis; tórax con los tres pares de patas y un par de alas; abdomen que contiene la genitalia.

Cortesía: Luisa Díez, Medellín, Colombia.


Figura 1-18. Insecto. Aspecto externo de un mosquito Aedes aegypti.

Cortesía: Gabriel Jaime Parra, Hernán Carvajal, Instituto Colombiano de Medicina Tropical, Medellín, Colombia.


Figura 1-19. Arácnido. Escorpión. Cefalotórax o prosoma con quelíceros, ojos, pedipalpos, cuatro pares de patas; abdomen (opistosoma) con telson (aguijón).

Cortesía: Luisa Díez, Medellín, Colombia.


Figura 1-20. Arácnido. Aspecto externo de un escorpión Centruroides gracilis.

Cortesía: Gabriel Jaime Parra, Hernán Carvajal, Instituto Colombiano de Medicina Tropical, Medellín, Colombia.

BIBLIOGRAFÍA

1. Nozais JP. The origen and dispersión of human parasitic diseases in the Old World (Africa, Europe and Madagascar). Mem Inst Oswaldo Cruz 2003; 98 Suppl 1:13-9.

2. Gerabek WE. The tooth worm: historical aspects of a popular medical belief. Clin Oral Investig. 1999 Mar;3(1):1-6.

3. Schmidt GD, Roberts LS. Foundations of Parasitology. 2ª ed. London: CV Mosby Co; 1981.

4. Bruschi F, Masetti M, Locci MT, Ciranni R, Fornaciari G. Short report: cysticercosis in an Egyptian mummy of the late Ptolemaic period. Am J Trop Med Hyg. 2006;74(4):598-9.

5. Levítico 11:4-8. Biblia.

6. Blancou J. History of trichinellosis surveillance. Parasite. 2001 Jun;8(2 Suppl):S16-9.

7. Casadevall A, Pirofski LA. Host-Pathogen Interactions: basic concepts of microbial commensalism, colonization, infection, and disease. Infect Immun. 2000 Dec;68(12):6511-8.

8. Hickman C, Roberts R, Larson A, I’Anson H, Eisenhour D. Clasificación y filogenia de los animales. En: Pardos F, editor. Principios integrales de Zoología. 13ª ed. Madrid: McGraw-Hill Interamericana; 2006. p. 921.

9. Woose CR, Kandler O, Wheelis ML. Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaea, Bacteria and Eucarya. Proc Natl Acad Sci U S A. 1990 Jun;87(12):4576-9.

10. Kassai T, Cordero del Campillo M, Euzeby J, Gaafar S, Hiepe T, Himonas CA. Standardized nomenclature of animal parasitic diseases (SNOAPAD). Vet Parasitol. 1988 Oct;29(4):299-326.

11. Gensini GF, Conti AA, Lippi D. The contributions of Paul Ehrlich to infectious diseases. J Infect. 2007 Mar;54(3):221-4.

12. Garnham PCC, Pierce AE, Roitt I. Immunity to Protozoa. a symposium of the British Society for Immunology. Oxford: Blacwell Scientific Pub.; 1963. p. 359.

13. Taliaferro WH. Host resistance and types of infection in tripanosomiasis and malaria. Qualt Rev Biol. 1926; 1(2):246-69.

14. Alpers S, Laws R, Lackford B, Boyd WA, Dunlap P, Freedman JH, et al. Identification of innate immunity genes and pathways using a comparative genomic approach. Proc Natl Acad Sci U S A. 2008 May 13;105(19):7016-21.

15. Plant JE, Blackwell JM, O´Brien AD, Bradley DJ, Glynn AA. Are the Lsh and Ity disease resistance genes at one locus on Mouse chromosome 1? 1982 Jun 10;297(5866):510-1.

16. Horn D. The molecular control of antigenic variation in Trypanosome brucei. Curr Mol Med 2004 Sep;4(6):563-76.

17. McLaren DJ. Disguise as an evasive stratagem of parasitic organisms. Parasitology. 1984 Aug; 88 (Pt 4):597-611.

18. Schmidt J. Glycans with N-acetyllactosamine type 2-like residues covering adult Schistosoma mansoni, and glycomimesis as a putative mechanism of immune evasion. Parasitology. 1995 Sep; 111 (Pt 3):325-36.

19. Riley EM, Jobe O, Whittle HC. CD8+ T cells inhibit Plasmodium falciparum -induced lymphoproliferation and gamma interferon production in cell preparations from some malaria-immune individuals. Infect Immun. 1989 Apr;57(4):1281-4.

20. Dermine JF, Goyette G, Houde M, Turco SJ, Desjardins M. Leishmania donovani lipophosphoglycan disrupts phagosome microdomains in J774 macrophages. Cell Microbiol. 2005 Sep;7(9):1263-70.

21. Ota H, Takashima Y, Matsumoto Y, Hayashi Y, Masumoto Y. Pretreatment of macrophages with the combination of IFN-gamma and IL-12 induces resistance to Leishmania major at the early phase of infection. J Vet Med Sci. 2008 Jun;70(6):589-93.

22. Del Prete G, Maggi E, Romagnani S. Human Th1 and Th2 cells: Functional Properties, mechanisms of regulation, and role in disease. Lab Invest. 1994 Mar;70(3):299-306.

23. Fenton A, Lamb T, Graham AL. Optimality análisis of Th1/Th2 immune responses during microparasite-macroparasite co-infection, with epidemiological feedbacks. Parasitology. 2008 Jun;135(7):841-53.

24. Negrão-Corrêa D. Imporance of immunoglobulin E (IgE) in the protective mechanism against gastrointestinal nematode infection: looking at the intestinal mucosae. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2001 Sep-Oct;43(5):291-9.

25. Liesenfeld O, Dunay IR, Erb KJ. Infection with Toxoplasma gondii reduces established and developing Th2 responses induced by Nippostrongylus braziliensis infection. Infect Immun. 2004 Jul;72(7):3812-22.

26. Cooper PJ, Ayre G, Martin C, Rizzo JA, Ponte EV, Cruz AA. Geohelminth infections: a review of the role of IgE and assessment of potential risks of anti-IgE treatment. Allergy. 2008 Apr;63(4):409-17.

27. MacDonald AS, Araujo MI, Pearce EJ. Immunology of parasitic helminth infections. Infect Immun. 2002 Feb;70(2):427-33.

28. Castro GA. Immunophysiology of enteric parasitism. Parasitol Today. 1989; 5(1):11-9.

29. Okerengo AA, Adeniyi A, Williams AI, Osunkoya O. Studies on the immunopathology of the nephritic syndrome associated with Plasmodium malariae. 1. Serum levels of an immune adherence inhibitor. Afr J Med Med Sci. 1980 Mar-Jun;9(1-2):43-7.

30. Holmes PH. Pathophysiology of parasitic infections. Parasitology. Parasitology. 1987;94 Suppl:S29-51.

31. Thompson PE, Graedel SK, Schneider CR, Stucki WB, Gordon RM. Preparation and evaluation of standardized amoeba antigen from axenic cultures of Entamoeba histolytica. Bull World Health Organ. 1968;39(3):349-65.

32. Diamond LS, Clark CG. A redescription of Entamoeba histolytica Schaudinn, 1903 (Emended Walker 1911) separating it from Entamoeba dispar Brumpt, 1925. J Eukaryot Microbiol. 1993 May-Jun;40(3):340-4.

33. García-Agudo L, Rodríguez-Iglesias M. [ELISA test for the detection of Entamoeba histolytica in stool specimens]. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2007 Dec;25(10):657.

34. Donelson JE. Antigenic variation and the African trypanosome genome. Acta Trop. 2003 Mar;85(3):391-404.

35. Miller TA. Vaccination against the canine hookworm diseases. Adv Parasitol. 1971;9:153-83.

36. Drew DR, Lightowlers M, Strugnell RA. Humoral immune responses to DNA vaccines expressing secreted, membrane bound and non-secreted forms of the Taenia ovis 45W antigen. Vaccine. 2000 May 22;18(23):2522-32.

37. Molinari JL, Soto R, Tato P, Rodriguez D, Retana A, Sepúlveda J, et al. Immunization against porcine cysticercosis in an endemic area in Mexico: a field and laboratory study. Am J Trop Med Hyg. 1993 Oct;49(4):502-12.

38. Weis JB. DNA probes and PCR for diagnosis of parasitic infection. Clin Microbiol Rev. 1995 Jan;8(1):113-30.

39. Barker DC. Molecular approaches to DNA diagnosis. Parasitology. 1989;99 Suppl:S125-46.

40. Botero D. Persistencia de las parasitosis intestinales endémicas en América Latina. Bol Of Sanit Panam. 1981; 90(1):39-47.

41. Hotez PJ. Global Christianity and the control of its neglected tropical diseases. PLoS Negl Trop Dis. 2014 Nov 20;8(11):e3135.

42. Apt W. Helmintiasis intestinales humanas en América Latina. Prevalencia actual y sus factores contribuyentes. Parasitol al día 1987; 11:155-166.

43. Galán R, Agualimpia C, Corredor-Arjona A, Cáceres-Vega E. Parasitismo Intestinal. Estudio de recursos humanos para la salud y educación médica en Colombia. Ministerio de Salud. Asociación de Facultades de Medicina. 1969.

44. Corredor A, Arciniegas E, Hernández CA. Parasitismo Intestinal. Bogotá: Ministerio de Salud, Instituto Nacional de Salud. Colombia. 2002.

45. CE, López MC, Reyes P, Gómez JE, Corredor A, Agudelo C. Diferenciación de Entamoeba histolytica y Entamoeba dispar en muestras de materia fecal por detección de adhesina de E. histolytica mediante ELISA. Biomédica. 2001; 21(2):167-71.

46. WHO-UNICEF. World Malaria Report. En: WHO [en línea] 2005 [consultado en el 2005]. Disponible en:

47. Guhl F, Lazdins-Helds J. Reporte sobre la enfermedad de Chagas. Reporte del grupo de trabajo científico sobre la enfermedad de Chagas. 17-20 de abril de 2005. Buenos Aires, Argentina: OMS/TDR; 2007.

48. Padilla JC. Situación de la enfermedad de Chagas en Colombia. En: Guhl F, editor. Memorias del primer taller internacional sobre control de la enfermedad de Chagas. Bogotá: Universidad de los Andes. Colombia; 2005. p. 19-24.

49. Parra GJ, Restrepo M, Restrepo BN, Domínguez J. Estudio de tripanosomiasis americana en dos poblados indígenas de la Sierra Nevada de Santa Marta. Revista CES Medicina. 2004; 18(1):43-50.

50. Restrepo, M, Parra, GJ, Restrepo C. Morbilidad de la enfermedad de Chagas en la Sierra Nevada de Santa Marta. En: Guhl F, Jaramillo CA, editores. Curso Taller Internacional – Sistemas de Información Geográfica, Sensores Remotos y Genética Poblacional de Vectores y Parásitos aplicados al control de la enfermedad de Chagas. Bogotá: Universidad de los Andes. 2002; p. 121-4.

51. Montresor A, Gyorkos TW, Crompton DWT, Bundy DAP, Savioli L. Monitoreo de los programas de control de helmintiasis. Washington D.C: OPS/HCP/ HCT/P/177/01. 2001.

52. Savioli L, Stansfield S, Bundy DA, Mitchell A, Bhatia R, Engels D et al. Schistosomiasis and soil-transmitted helminth infections: forging control efforts. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2002 Nov-Dec;96(6):577-9.

53. WHO/Department of Communicable Disease Prevention, Control and Eradication. Prevention and control of schistosomiasis and soil-transmitted helminthiasis: WHO Technical Report Series N° 912. Ginebra; 2002.

54. Zani LC, Favre TC, Pieri OS, Barbosa CS. Impact of antihelminthic treatment on infection by Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura and hookworms in Covas, a rural community of Pernambuco, Brazil. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2004 Mar-Apr;46(2):63-71.


Unidad 2 Parasitosis intestinales por protozoos


Capítulo 2 Amebiasis
Capítulo 3 Otras protozoosis intestinales


2 Amebiasis

INTRODUCCIÓN

La amebiasis es la infección producida por Entamoeba histolytica, especie parásita del hombre que puede vivir como comensal en el intestino grueso, invadir la mucosa intestinal, producir ulceraciones y localizarse extraintestinalmente. A pesar del término técnico de entamoebosis, se emplea como término más conocido el de amebiasis, que reemplazó el nombre de amibiasis.

HISTORIA

Entamoeba histolytica se descubrió en 1875, y desde muchos años antes se utilizaba la ipecacuana (planta que originó la emetina) para el tratamiento de la disentería. A los 10 años del descubrimiento del parásito se asoció con las úlceras en colon y absceso hepático. En el siglo XX, se logró cultivar en medios artificiales, lo que permitió el desarrollo de nuevos métodos de diagnóstico. En 1993, se diferenciaron las especies E. histolytica y E. dispar, la primera patógena y la segunda no patógena.

F.A. Lösch fue quien descubrió el agente causal de la amebiasis 1 en San Petersburgo; en 1875, encontró en un campesino de 24 años, que sufría disentería, unos microorganismos móviles que poseían ecto y endoplasma, y contenían glóbulos rojos. El investigador inoculó las heces del paciente en cuatro perros, por vía rectal y oral, lo cual produjo disentería en uno de ellos, con ulceraciones en la mucosa intestinal y amebas en el exudado. El enfermo murió a los siete meses y la autopsia demostró numerosas y extensas ulceraciones de la mucosa del colon, donde de nuevo vio los microorganismos, a los que llamó Amoeba coli. No obstante, el autor consideró a la ameba, no como el agente causal, sino como un coadyuvante mecánico que impedía la curación de las lesiones originadas por otro agente causal.2

Koch (1883) revisó autopsias en una epidemia de cólera y demostró las amebas en la submucosa de la pared intestinal, en los capilares cercanos a la pared de abscesos hepáticos y en el exudado de lesiones del hígado.3 Los hallazgos de Koch fueron confirmados totalmente por Kartulis (1885-1887) al demostrar la presencia de amebas en 150 autopsias de casos de disentería. A este autor se le considera el primero en afirmar que la ameba era el agente causal de la disentería tropical y que el absceso del hígado era una secuela de la disentería amebiana. Desde 1764, se recomendó el uso de ipecacuana, extracto de la planta del Caribe, Cephaelis ipecacuanha, para el tratamiento de la disentería, de la cual Pelletier y Magendie aislaron la emetina.4 Heuber (1903) describió los quistes de esta ameba, y Schaudinn los trofozoítos; este autor diferenció dos especies: Endamoeba histolytica o ameba patógena, y Endamoeba coli o no patógena. Para mostrar esta diferencia de patogenicidad, ingirió quistes y sufrió como consecuencia dos crisis disentéricas, lo que para muchos fue la causa de su temprana muerte. Posteriormente, se adoptó el nombre genérico Entamoeba, que había sido propuesto desde el siglo pasado.5

Los trabajos definitivos sobre la patogenicidad de E. histolytica fueron los realizados en 1913 por Musgrave y Clegg, y por Walker y Sellards, quienes suministraron quistes de E. histolytica y quistes de E. coli a voluntarios sanos y obtuvieron la disentería solo en aquellos que ingirieron E. histolytica.5 En 1924, Boeck y Drbohlav cultivaron con éxito E. histolytica en un medio artificial con base en huevo que contenía la flora microbiana de las materias fecales.6 Diamond (1961) obtuvo, por primera vez, un cultivo axénico, o sea, libre de bacterias, el cual sirve para preparar antígenos con alto grado de pureza para diversas reacciones serológicas.7 Diamond y Clark (1993) 8 redescribieron la existencia de dos especies diferentes: Entamoeba histolytica (patógena) y Entamoeba dispar (no patógena), morfológicamente iguales, pero con diferencias inmunológicas, bioquímicas y genéticas. Esta clasificación, que es la aceptada en la actualidad, se hizo en honor al investigador francés E. Brumpt, quien en 1925 hizo experimentos en animales que le permitieron proponer la existencia de dos amebas: E. dysenteriae (igual a E. histolytica, patógena) y E. dispar (no patógena).8

AGENTE CAUSAL

E. histolytica y E. dispar son idénticas en el examen microscópico. La primera invade tejidos y produce lesiones por medio de los trofozoítos; y ambas producen quistes en la luz del colon los que son infectantes por vía oral.

Está establecido que la especie E. histolytica es la que puede invadir tejidos y producir enfermedad; mientras que la especie E. dispar no es patógena. El examen microscópico de las materias fecales no permite diferenciar estas dos especies, por lo cual el informe del resultado debe decir E. histolytica/E. dispar. Más adelante se discutirá cómo es posible su diferenciación por métodos inmunológicos. E. histolytica/E. dispar poseen las características nucleares del género Entamoeba, cariosoma compacto, pequeño y cromatina distribuida por la parte interna de la membrana nuclear. Las especies histolytica/dispar se reconocen por tener el cariosoma en el centro del núcleo y la cromatina en gránulos de tamaño uniforme y regularmente dispuestos (figura 2-1).

El trofozoíto o forma vegetativa mide de 20 a 40 µ de diámetro; cuando está móvil emite un seudópodo amplio, hialino y transparente que se proyecta como un saco herniario hacia el exterior de la célula, distinguible con facilidad del resto del citoplasma que es granuloso. Este seudópodo es unidireccional, se forma a partir del ectoplasma y, mediante él, el trofozoíto se desplaza y ejerce tracción sobre el resto de la célula.


Figura 2-1. Amebas humanas. Esquemas de los núcleos según género y especie. Se observa la forma, tamaño y localización de los diferentes cariosomas, la presencia o ausencia de cromatina en la membrana nuclear y su distribución.

Es fácil observar que todo el endoplasma se dirige hacia el seudópodo hasta llenarlo. Nuevamente, y en la misma dirección, se produce otro seudópodo que va a realizar las mismas funciones del anterior y así sucesivamente, lo que da por resultado final el desplazamiento activo del parásito. Los trofozoítos en fresco muestran eritrocitos fagocitados y difícilmente se ve el núcleo. Con lugol se observa el núcleo con cromatina periférica y nucléolo. Con coloración tricrómica se ve el núcleo característico; y con hematoxilina férrica se puede ver el seudópodo y, en el citoplasma, el núcleo y eritrocitos fagocitados (figura 2-2). Los colorantes matan el parásito e impiden observar la movilidad, pero resaltan la morfología nuclear. Los trofozoítos patógenos (E. histolytica) generalmente contienen eritrocitos en su citoplasma. La forma no invasiva (E. dispar) no tiene eritrocitos fagocitados, pero presenta morfología igual. El microscopio electrónico permite identificar características morfológicas más detalladas (figuras 2-3 y 2-4). La forma de transición o prequiste es un organismo redondeado u ovoide, de 10 a 20 µ de diámetro; inmóvil, con una membrana quística en vía de formación, sin inclusiones citoplasmáticas, pero ocasionalmente con cuerpos cromatoidales y vacuola de glucógeno.


Figura 2-2. Entamoeba histolytica. Trofozoítos. A) Se ven muchos eritrocitos fagocitados en el examen en fresco (la barra de la foto mide 10 micras. B) Teñido con lugol se observa el núcleo con cromatina periférica y nucléolo, parásito de cultivo. C) Coloración tricrómica muestra el núcleo característico. (La barra de la foto mide 10 micras. D) Coloración hematoxilina férrica, se observa seudópodo a la derecha, en el citoplasma se aprecia el núcleo y algunos eritrocitos fagocitados.

Tomada de: A. OMS, 1994. B. López MC, Corredor A, Nicholls RS, Duque S, Reyes P, Rodríguez G. Atlas de Parasitología. Bogotá: Universidad Nacional de Colombia. Manual Moderno; 2006. C. OMS. D. G. Chaia, Johnson y Johnson, Sao Paulo, Brasil.


Figura 2-3. Entamoeba histolytica. Trofozoíto visto con un microscopio electrónico de barrido. Se observa: estoma (E), canal fagocítico (C) y filópodos (F).

Tomada de: Arturo González Robles, Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del PIN, México.


Figura 2-4. Entamoeba histolytica. Trofozoítos vistos con un microscopio electrónico de barrido. Se observan seudópodos y formaciones esferoidales.

Tomada de: Arturo González Robles, Centro de Investigación y de Estudio Avanzados del IPN, México.

El quiste mide de 10 a 18 µ, es redondeado y posee una cubierta gruesa. En su interior se pueden identificar de uno a cuatro núcleos con las características propias de su especie. A veces se ven, en fresco y coloreados, los cuerpos cromatoidales de forma cilíndrica con extremos redondeados. En ocasiones se encuentra una pigmentación iodófila que ocupa parte del citoplasma (figura 2-5). Los quistes de menos de 10 µ corresponden a Entamoeba hartmanni, ameba no patógena.


Figura 2-5. E. histolytica/E. dispar. Quistes. A) Examen en fresco, al lado izquierdo se observan dos núcleos y en el centro se ve una vacuola de glucógeno; al lado derecho, teñido con lugol, muestra tres de los cuatro núcleos. (La barra de la foto mide 10 micras). B) Forma madura con cuatro núcleos, coloración tricrómica.

Tomada de: A. OMS. B. Ash L, Orihel T. Atlas de Parasitología humana. Panamericana.

CICLO DE VIDA

La forma infectante es el quiste, el cual origina trofozoítos en el intestino, los cuales invaden los tejidos o se enquistan en la luz intestinal, y se eliminan en la materia fecales.

El trofozoíto de E. histolytica están en la luz del colon o invaden la pared intestinal, donde se reproduce por división binaria simple. En la luz del intestino los trofozoítos eliminan las vacuolas alimenticias y demás inclusiones intracitoplasmáticas, se inmovilizan y forman prequistes, que adquieren una cubierta y originan quistes inmaduros con un núcleo, los cuales continúan su desarrollo hasta los típicos quistes tetranucleados. La formación de quistes sucede, exclusivamente, en la luz del colon y nunca en el medio ambiente ni en los tejidos.

En las materias fecales humanas se pueden encontrar trofozoítos, prequistes y quistes; no obstante, los dos primeros mueren por acción de los agentes físicos externos y, en caso de ser ingeridos, son destruidos por el jugo gástrico; solamente los quistes son infectantes por vía oral. En el medio externo los quistes permanecen viables en condiciones apropiadas durante semanas o meses, y se diseminan por agua, manos, artrópodos, alimentos y objetos contaminados. Finalmente, los quistes llegan a la boca para iniciar la infección; una vez ingeridos sufren la acción de los jugos digestivos, los cuales debilitan su pared; en el intestino delgado se rompen y aparecen trofozoítos, que conservan el mismo número de núcleos de los quistes. En una posterior evolución, cada núcleo se divide en dos y resulta un segundo trofozoíto metacíclico con ocho núcleos. En la luz del colon cada núcleo se rodea de una porción de citoplasma y resultan ocho trofozoítos pequeños que crecen y se multiplican por división binaria. Los trofozoítos se sitúan en la luz del intestino, sobre la superficie de las glándulas de Lieberkuhn o invaden la mucosa. El período prepatente varía entre dos y cuatro días (figura 2-6).

PATOGENIA

De los pacientes que tienen E. histolytica/E. dispar en las materias fecales, solamente del 1% a 4% corresponden a E. histolytica comprobada por métodos inmunológicos. La primera especie destruye la mucosa intestinal y causa lesiones puntiformes que se pueden convertir en úlceras necrótica y, en algunos casos, ocasiona perforaciones.

Aproximadamente el 10% de las personas que presentan E. histolytica en el colon son sintomáticas. El resto se consideran portadoras sanas. No todos los que tengan la especie patógena presentan enfermedad, ya que esta depende de la interacción entre la virulencia del parásito y las defensas del huésped. Uno de los procedimientos estudiados desde hace varios años para conocer la patogenicidad de las amebas se basa en estudios bioquímicos para la identificación de isoenzimas presentes en los trofozoítos por medio de electroforesis. Estas isoenzimas son, principalmente, hexoquinasa y fosfoglucomutasa. Las bandas obtenidas permiten caracterizar diferentes patrones isoenzimáticos llamados zimodemos, unos correspondientes a las amebas patógenas y otros a las no patógenas como E. dispar. Estos zimodemos son más de 20 para cada grupo y el método no es fácil de realizar, por lo cual no se utiliza para fines diagnósticos.9,10 Además de las diferencias bioquímicas mencionadas, constituidas por los diferentes zimodemos, hay cambios inmunológicos que confirman la existencia de las dos especies: E. histolytica y E. dispar. Estos se basan en la presencia de anticuerpos monoclonales y de antígenos de superficie distintos en la especie patógena y en la no patógena. Fuera de las dos evidencias mencionadas, la diferencia más convincente es la genética, basada en estudios de ácido desoxirribonucleico (DNA, por su sigla en inglés) con métodos de clonación, sondas de DNA, amplificación de genes mediante la reacción en cadena de polimerasa (PCR, por su sigla en inglés) y estudios de hibridación.11,12

Mecanismos de daño a la mucosa

Se describe brevemente los mecanismos por los cuales la especie patógena E. histolytica, puede producir ulceraciones en el colon. Se dividen en cuatro etapas: invasión a la mucosa, factores de virulencia, mecanismos de resistencia del huésped y formación de las úlceras.

Invasión a la mucosa. El contacto físico de los trofozoítos con las células de la mucosa del colon es seguido por la acción de una lectina de adherencia o adhesina, con gran afinidad por la galactosa, la cual es abundante en las células del colon; esta galactosa inhibe la adhesina. La penetración a la mucosa es favorecida por un péptido que forma poros y lisa las células, y por proteasas que destruyen el tejido. Los neutrófilos que acumulados en los puntos de penetración son destruidos por la actividad de la lectina del parásito y, al romperse, liberan enzimas que contribuyen a la lisis celular (figura 2-7).


Figura 2-6. Entamoeba histolytica. Ciclo de vida. 1. Los portadores de quistes son la fuente de infección. 2. Los quistes entran por vía oral. 3 a. La amebiasis puede ser intestinal o extraintestinal. 3 b. El paciente puede presentar síntomas. 4. El paciente con amebiasis intestinal elimina los parásitos con las materias fecales. 5. Los trofozoítos se destruyen en el medio ambiente, mientras que los quistes son más resistentes. 6-7. Los quistes contaminan agua, hortalizas, manos, moscas, etc.


Figura 2-7. Invasión intestinal amebiana. 1. Infección por vía oral. 2. Paso de los quistes al intestino. 3. Arribo de los trofozoítos al colon. 4. Producción de úlcera en botón de camisa, que tiene su punto de entrada en las criptas de Lieberkuhn, atraviesa la capa muscular de la mucosa y se amplía en la submucosa. Está respetada la capa muscular y la serosa.

Factores de virulencia. Las amebas patógenas pueden producir las lectinas, que les permiten la adherencia a las células y su lisis mediante las enzimas o proteinasas que degradan la elastina, el colágeno y la matriz extracelular. Estas actividades se desarrollan por medio de otro factor de virulencia, la resistencia a la lisis mediada por el complemento. Existe correlación entre la virulencia y la secreción de gránulos electrodensos.13-15

Resistencia del huésped. La explicación de por qué algunas personas que tienen en su intestino la especie patógena no sufren la invasión tisular radica en los diversos mecanismos que el huésped presenta para impedir esa invasión, los cuales van dirigidos al bloqueo o destrucción de la lectina de adherencia mediante hidrolasas de origen pancreático y bacteriano. Por la acción de la galactosa, presente en la mucina intestinal, los trofozoítos se adhieren a ella en la luz del intestino y no llegan a las células. Otro mecanismo es la producción de IgA secretoria contra las proteínas de adherencia.16

Formación de úlceras. Los trofozoítos se abren paso entre las células de la mucosa mediante una colagenasa que destruye los puentes intercelulares. Los colonocitos son inducidos a presentar autolisis, la matriz extracelular se degrada y las amebas pasan de la mucosa a la submucosa. En esta lucha entre los parásitos y el huésped, un buen número de amebas muere, y liberan otras enzimas como hialuronidasa y gelatinasa, lo que unido a la isquemia y a la trombosis, permite la extensión lateral de las lesiones en la submucosa para ocasionar las úlceras en botón de camisa. Hay una pobre respuesta inflamatoria debida a la destrucción de los neutrófilos, los macrófagos y los eritrocitos por E. histolytica.17 Solo se observa un infiltrado linfoplasmocitario escaso. La necrosis que se presenta en la base de las úlceras permite que estas se extiendan y generen lesiones mayores que, en casos muy graves, cubren gran parte del colon y originan las formas necróticas fulminantes, a veces asociadas a perforación intestinal.

INMUNIDAD

Existen varios mecanismos para responder a la invasión amebiana. Existe inmunidad adquirida cuando el parásito hace invasión tisular como en la colitis amebiana y el absceso hepático; en el suero se detectan anticuerpos IgG, IgM e IgA como respuesta humoral. La inmunidad celular participa en la defensa contra las amebas y, cuando está deprimida por otras causas como la desnutrición y el sida, se favorece la invasión amebiana que puede desencadenar complicaciones graves. Actualmente no existen vacunas para esta parasitosis.

Defensa no inmune

Las barreras naturales, no inmunes, contra la invasión amebiana son: el pH ácido del estómago que destruye trofozoítos; las enzimas digestivas; la competencia con la flora bacteriana normal del intestino y la capa de moco que cubre la mucosa intestinal, la cual contiene mucinas que interfieren con la adherencia de los trofozoítos a las células intestinales. Este último mecanismo es el de mayor capacidad protectora contra la invasión amebiana.

Resistencia adquirida

La experiencia clínica en zonas endémicas ha permitido observar que los pacientes que sufrieron amebiasis intestinal invasiva pueden presentarla de nuevo con una frecuencia menor comparada con los que no la habían tenido antes. Experimentos en animales demuestran la resistencia a la formación de absceso hepático amebiano cuando estos animales habían sufrido previamente amebiasis invasiva o se habían inmunizado con extractos proteicos totales del parásito. Estos hallazgos concuerdan con la observación en humanos, de escasa repetición del absceso hepático amebiano en pacientes que lo tuvieron previamente, aunque merece considerarse la baja frecuencia de esta complicación, que hace difícil la posibilidad de sufrir más de una vez esta enfermedad.18

Inmunidad humoral

La invasión tisular de E. histolytica estimula la respuesta inmune humoral y celular del huésped. La respuesta humoral se demuestra por el aumento de IgG, principalmente IgG2, en pacientes con absceso hepático y en amebiasis intestinal invasiva. La IgA y la IgM séricas igualmente pueden aumentarse, aunque en menor grado. En pacientes con amebiasis intestinal invasiva se identifican anticuerpos antiameba en la mucosa, que corresponden a IgA secretoria. Estos anticuerpos se demuestran en el calostro y en la saliva de los pacientes. No hay evidencia de que la amebiasis intestinal invasiva sea más frecuente o más severa en personas con deficiencia de IgA. Los anticuerpos contra el parásito se detectan en el suero y en materias fecales (coproanticuerpos) por diferentes reacciones inmunológicas, las cuales se detallan más adelante en el tema de diagnóstico del absceso hepático. Estos anticuerpos antiamebianos persisten años después de curada la amebiasis invasora y aparecen aun en infecciones subclínicas, por lo que es necesario darles su justo valor, puesto que una reacción positiva puede corresponder a una infección ya curada. La identificación de estos anticuerpos ha permitido la realización de estudios seroepidemiológicos como índice de la prevalencia de amebiasis invasora en una comunidad. Como no es posible diferenciar E. dispar de E. histolytica en el examen coprológico, la positividad concomitante de las pruebas para anticuerpos séricos o para coproanticuerpos hace pensar que las amebas observadas sean E. histolytica. La presencia y función de los anticuerpos antiamebianos se comprueban por los siguientes experimentos: el suero inmune tiene efectos citolíticos sobre trofozoítos de E. histolytica; la inyección de suero humano inmune en animales de experimentación confiere protección contra la inoculación intrahepática de E. histolytica virulenta; y se conoce que E. histolytica activa la vía alterna del complemento, lo cual lleva a la destrucción de la ameba, pero no se conoce el significado de este hecho en la patogenia de la amebiasis.19,20

Inmunidad celular

La respuesta celular en la infección amebiana es esencial para controlar la extensión de las lesiones y para proteger al huésped de la recurrencia después de la curación. Existe una actividad blastogénica específica que lleva a la producción de linfocinas que activan la destrucción de los trofozoítos por los macrófagos. Otra correlación de la severidad de la enfermedad con la inmunidad celular es la exacerbación de la amebiasis durante la terapia con corticosteroides y la ocurrencia de formas fulminantes en menores de dos años y en embarazadas. Es posible inducir la transformación de linfocitos con varios antígenos de E. histolytica, lo cual se ha encontrado en pacientes con absceso hepático amebiano. Se sugiere que la invasión intestinal por amebas se asocia a un alto grado de inmunodepresión celular específica. En la amebiasis hepática, la hipersensibilidad, la inhibición de la migración de los macrófagos y la linfoblastotransformación con antígeno amebiano, realizadas al principio de la enfermedad, están disminuidas, lo que indica un estado de anergia; estas pruebas se hacen positivas un mes después de la curación. Pacientes desnutridos con diabetes y alcoholismo, o que han recibido medicamentos inmunosupresores, presentan con mayor frecuencia diseminaciones de la amebiasis y perforaciones intestinales que pueden ser fatales.21

Inmunización

Experimentos sobre inmunizaciones en animales han demostrado que la inyección de cultivos vivos y de extractos crudos del parásito protegen contra cepas virulentas.22 Se mencionó la observación clínica de pacientes que tuvieron un absceso hepático amebiano y muy raramente padecen un segundo ataque, lo que sugiere una inmunización por amebiasis hepática previa. Las observaciones experimentales y clínicas mencionadas han estimulado el interés por el desarrollo de una vacuna en infecciones amebianas contra la lectina de adherencia o contra otras proteínas que determinan la virulencia. Las dificultades para producir una vacuna antiamebiana son grandes como ha sucedido con otras vacunas antiparasitarias como las de malaria y esquistosomiasis.23,24

PATOLOGÍA Y ENFERMEDAD

E. histolytica genera un proceso necrótico en los tejidos con ulceraciones en el colon y abscesos extraintestinales, principalmente en el hígado. Se encuentra reacción leucocitaria en los sitios de invasión de los trofozoítos, con lisis de los neutrófilos, destrucción de los tejidos, hemorragia y, ocasionalmente, perforaciones. Rara vez se forma una masa pseudotumoral en el colon llamada ameboma, que consiste en un granuloma con engrosamiento de la pared.

Lesiones iniciales

En el comienzo, la ulceración es superficial, asimismo la infiltración y la necrosis celular son mínimas. Las amebas se multiplican activamente, pasan la capa muscular de la mucosa y llegan hasta la submucosa, donde encuentran un mejor ambiente para reproducirse y formar verdaderas colonias. Progresivamente se destruyen los tejidos horizontalmente y se producen ulceraciones mayores. Estas lesiones son amplias en el fondo, con un orificio pequeño de entrada y constituyen las clásicas úlceras en “botón de camisa” (figuras 2-8 y 2-9). Generalmente, las amebas se detienen en la capa muscular, pero en ocasiones pueden penetrarla, extenderse hasta la serosa y perforarla.


Figura 2-8. Amebiasis. Úlcera en botón de camisa y con fondo necrótico.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.

Las lesiones iniciales se presentan en cualquier parte del intestino grueso; a partir de ellas se disemina la infección y aparecen ulceraciones en otros sitios del colon. Predominan en las regiones ileocecal, sigmoides y recto. La lesión inicial es microscópica, cuando crece llega a ser visible como un pequeño nódulo de pocos milímetros con un orificio central, rodeado de hiperemia y edema, con material necrótico y abundantes trofozoítos en el interior (figuras 2-10 y 2-11).

Úlceras

Las lesiones crecen y confluyen por la base, se unen y dan lugar a ulceraciones excavadas, de bordes nítidos y prominentes, que llegan a medir varios centímetros, ovaladas o redondeadas, rodeadas de zona hiperémica (figura 2-12). Al progresar la invasión, las úlceras crecen en dirección horizontal y en profundidad, y causan necrosis de grandes áreas de mucosa, usualmente asociada a hemorragia y desprendimiento de fragmentos de mucosa, lo que constituye la forma ulcerativa generalizada o gangrenosa llamada también colitis amebiana fulminante, de muy mal pronóstico.25 Microscópicamente, el proceso inflamatorio agudo es mínimo en las lesiones iniciales y la mucosa próxima a los sitios donde se encuentran las ulceraciones tiene un aspecto normal, con escasa infiltración de leucocitos. Algunas investigaciones demuestran que el aflujo de neutrófilos contribuye al proceso local de necrosis (figura 2-13).

Inflamación

Los neutrófilos son atraídos por sustancias quimiotácticas de los trofozoítos; estos neutrófilos se alisan y causan daño celular. Las lesiones amebianas pueden ser invadidas por bacterias del medio intestinal, con producción de infecciones sobreagregadas y microabscesos. A medida que avanzan las lesiones se observan zonas de necrosis y no se pueden reconocer detalles celulares en el epitelio de la mucosa, en la capa muscular de la mucosa ni en la submucosa. Hay, asimismo, hiperemia, edema, hemorragia, escaso infiltrado linfoplasmocitario y se pueden identificar abundantes trofozoítos de E. histolytica (figura 2-13). En el fondo de la úlcera se observa vascularización y trombosis de pequeños capilares, fibrina y gran cantidad de tejido de granulación. Cuando hay infección bacteriana agregada, el infiltrado se cambia por polimorfonucleares neutrófilos. Una característica importante de las lesiones amebianas es la poca proliferación de tejido conectivo con ausencia de cicatrices.

Perforación

En caso de perforación (se presenta principalmente en colon transverso, sigmoides y ciego), hay paso del contenido intestinal a la cavidad peritoneal, y se origina una peritonitis séptica y química. La perforación es generalmente múltiple y casi siempre las lesiones son microscópicas o de tamaño muy pequeño, que pasan desapercibidas en el examen macroscópico; en ocasiones pueden alcanzar uno o más centímetros de diámetro (figura 2-14). La perforación es la principal causa de muerte en los casos fatales de amebiasis intestinal, principalmente en asociación con desnutrición y mal estado general. En algunos estudios de autopsias se ha encontrado que la tercera parte de las muertes por amebiasis corresponden a niños menores de 10 años.26,27


Figura 2-9. E. histolytica, úlcera experimental en el intestino del cobayo en el microscopio electrónico de barrido. Se observan las células epiteliales del borde de la úlcera marcadas con las flechas y trofozoítos (T) en el exterior y otros, marcados con cabezas de flecha, en el interior de la lesión. El epitelio normal (E) rodea la úlcera.

Cortesía: Juan Mora Galindo, Instituto Mexicano del Seguro Social, México.


Figura 2-10. E. histolytica, invasión al epitelio cecal del cobayo. Se observan numerosos trofozoítos (T), dos de ellos T1 y T2 ya atravesaron la lámina basal (flecha) y se encuentran en la lámina propia (LP). El epitelio glandular (EG) permaneció intacto. La punta de la flecha muestra una célula epitelial desprendida.

Cortesía: Juan Mora Galindo, Instituto Mexicano del Seguro Social, México.


Figura 2-11. Amebiasis. Mucosa del colon con varias úlceras prominentes con punto central en botón de camisa.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.


Figura 2-12. E. histolytica, colitis gangrenosa. Se observa macroscópicamente una intensa necrosis con poco tejido sano.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia


Figura 2-13. E. histolytica. Características microscópicas de la ulceración intestinal. Se observa área con necrosis con trofozoítos.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.


Figura 2-14. Amebiasis. Perforación del colon transverso.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.

Ameboma

En ciertos casos se produce una lesión pseudotumoral en el colon que se denomina ameboma, no siempre asociada a amebiasis intestinal sintomática. Este es un granuloma amebiano que se localiza en cualquier parte del intestino grueso, pero predomina en el recto, el sigmoides y el ciego. En un estudio de 26 casos en Colombia se encontró que las lesiones estuvieron localizadas, en su mayoría, en el recto.28 El ameboma consiste en un engrosamiento marcado de la pared intestinal que tiende a obstruir la luz y simula un adenocarcinoma, hallazgo que puede encontrarse en una colonoscopia.29 El tamaño es variable y puede llegar hasta 30 cm. En la mayoría de los casos su forma es circular y se asocia a úlceras de la mucosa. El tejido que lo forma es edematoso y fibroso, con infiltración de eosinófilos, plasmocitos, linfocitos y trofozoítos en la submucosa y cerca de las ulceraciones vecinas La frecuencia de ameboma en casos de amebiasis fatal es, aproximadamente, del 5% (figuras 2-15 y 2-16).27,30


Figura 2-15. Ameboma. Apariencia macroscópica, resalta el engrosamiento marcado de la pared por reacción fibrosa y áreas hemorrágicas.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.


Figura 2-16. Ameboma. Características radiológicas. Se observa con medio de contraste el estrechamiento del colon.

Original.

Mortalidad

En una serie de 220 casos de autopsias en Colombia, el diagnóstico clínico pre mortém se hizo únicamente en el 49,5% de los casos. Resultados similares a los hallados en Colombia fueron encontrados en varios países de América. El porcentaje de muertes causado por amebiasis en países de América tropical, encontrados en autopsias fue: Colombia: 3,5%; Costa Rica: 1,2%; El Salvador: 1,4%; México: 5,0%; y Venezuela: 1,9% a 6,2%.26-28

MANIFESTACIONES CLÍNICAS

De los pacientes sintomáticos que tienen E. histolytica/E. dispar, el 9% presentan colitis no disentérica y el 1% tienen colitis disentérica. La primera se caracteriza por dolor cólico, diarrea y otros síntomas digestivos; la segunda, por diarrea aguda con moco y sangre. Existen formas muy agudas clasificadas como colitis amebiana fulminante y, en algunos casos, hay perforación hacia el peritoneo. El 90% son asintomáticos y la mayoría son infecciones por E. dispar. A partir del intestino, las amebas pueden llegar al hígado y causar absceso hepático.

La clínica de la amebiasis intestinal puede ser similar a la originada por otras causas, lo que da lugar a que, en muchas ocasiones, se atribuya a esta parasitosis la sintomatología gastrointestinal de otro origen. Esto sucede con mayor frecuencia cuando el paciente tuvo amebas previamente en el examen coprológico; en algunos individuos se crea una verdadera “amebofobia”, que los lleva a atribuir a este parásito cualquier síntoma digestivo o de otros órganos. Este sobrediagnóstico de amebiasis se aumenta por los errores de laboratorios deficientes que informan E. histolytica por confusión con otras amebas no patógenas u otros elementos de la materia fecal. En Cuba se demostró que el reentrenamiento de los microscopistas, disminuía el sobrediagnóstico de amebiasis intestinal.31 Cuando hay un resultado microscópico de E. histolytica/E. dispar, aproximadamente el 90% corresponde a la ameba no patógena.

Se ha difundido la creencia de que la amebiasis es una enfermedad muy difícil de curar, concepto erróneo, originado en los hechos anteriormente mencionados y asimismo en las frecuentes reinfecciones que sufren las personas en las regiones endémicas. Con base en los nuevos conocimientos sobre la prevalencia de E. histolytica y E. dispar se considera que los porcentajes de las formas clínicas de amebiasis intestinal son: asintomática, el 90%; colitis no disentérica o amebiasis crónica, el 9%; y colitis disentérica o amebiasis aguda, el 1% (figura 2-17).


Figura 2-17. Amebiasis intestinal. Formas clínicas de la amebiasis.

Amebiasis asintomática

Esta forma de amebiasis no invasiva se diagnostica por medio del examen coprológico que, comúnmente, revela únicamente quistes. Estos portadores sanos son importantes epidemiológicamente, puesto que son la principal fuente de diseminación de la infección. La ausencia de síntomas se explica, porque los parásitos viven en la luz del colon y no invaden la mucosa. En estos casos, lo más probable es que la amebiasis sea debida a E. dispar, pero puede igualmente ser por E. histolytica cuando habita en la luz intestinal y la forma asintomática puede convertirse en sintomática cuando los parásitos invaden los tejidos.

Amebiasis intestinal invasiva

Se presenta cuando hay invasión de los trofozoítos a la pared del colon, con producción de lesiones. Puede tener dos formas: crónica y aguda.

Amebiasis crónica o colitis amebiana no disentérica. Se puede definir como aquella en la cual hay síntomas de colitis, pero no se presenta la clínica disentérica. Es de evolución prolongada y puede ser consecutiva a una fase aguda o ser la manifestación inicial de la infección amebiana. Está caracterizada principalmente por dolor abdominal, cambios en el ritmo de la defecación, principalmente diarrea, presencia ocasional de moco y rara vez de sangre en las heces. El pujo y el tenesmo (descritos en la amebiasis aguda) pueden presentarse en forma leve y no son tan frecuentes como en la amebiasis aguda. El dolor es, usualmente, en forma de retortijón, el cual se acentúa antes y durante la defecación, no es continuo y el paciente se siente bien en los intervalos no dolorosos. El cambio en el ritmo de la defecación consiste en el aumento o la disminución del número de deposiciones. Alternan períodos de evacuaciones frecuentes con otros de estreñimiento, de duración e intensidad variables. En el primer caso las heces son blandas, pastosas o líquidas, a veces fermentadas y muy fétidas. En las etapas de estreñimiento el examen coprológico revela quistes; y en las etapas diarreicas, trofozoítos y, a veces, quistes. Además de los síntomas anotados, el amebiano crónico presenta con frecuencia llenura posprandial, náuseas, distensión abdominal, flatulencia y borborigmos. En el examen físico se palpa el marco del colon doloroso y el sigmoides espástico. La fase crónica, que es la más frecuente de las formas sintomáticas de la amebiasis intestinal, puede evolucionar a cualquiera de las otras formas y a la curación espontánea.

Amebiasis aguda o colitis amebiana disentérica. Tiene como principal síntoma la presencia de gran número de evacuaciones intestinales, al principio son abundantes y blandas, luego de menor volumen con moco y sangre. El paciente experimenta necesidad de defecar con mucho esfuerzo, lo que constituye el síntoma llamado pujo. La cantidad de materia fecal es cada vez más pequeña y al final se elimina solo una poca cantidad de moco sanguinolento, el cual se llama esputo rectal. La evacuación, al pasar por el ano, provoca una sensación de quemazón o desgarramiento. En el recto persiste un espasmo doloroso que produce la necesidad de una nueva evacuación, la cual puede ser infructuosa, síntoma llamado tenesmo. El número de evacuaciones diarias es muy variable, generalmente seis o más. La materia fecal contiene trofozoítos hematófagos, principalmente en el moco, y los leucocitos son escasos, a diferencia de la disentería bacilar. En la endoscopia se observan ulceraciones de la mucosa (figura 2-11). Lo anterior se acompaña de fuerte dolor abdominal intermitente, en forma de retortijón, de aparición brusca y desaparición rápida, localizado en cualquier punto del marco cólico. Usualmente, la clínica disentérica evoluciona sin fiebre y, en caso de existir, es leve. Cuando hay hipertermia y compromiso del estado general, debe sospecharse una infección bacteriana sobreagregada, en cuyo caso se presentan, asimismo, síntomas como debilidad, anorexia, cefalea, náuseas, vómito y deshidratación. En pacientes desnutridos, principalmente niños, en los cuales la disentería se prolonga por muchos días, se puede observar atonía de los músculos perineales y relajación del esfínter anal acompañada de rectitis, lo cual puede originar un prolapso rectal. La amebiasis aguda sin ningún tratamiento evoluciona a un estado grave o a alguna de sus complicaciones; igualmente, puede mejorar y pasar a la etapa crónica de la enfermedad o a la curación espontánea. Existe un síndrome diarreico postamebiano en pacientes curados con tratamiento apropiado, durante el cual no se encuentran los parásitos y es autolimitado.32

Colitis amebiana fulminante

Corresponde a una amebiasis hiperaguda o forma gangrenosa (figura 2-12), con sintomatología mucho más intensa, principalmente dolor abdominal, diarrea, tenesmo, vómito, anorexia y enflaquecimiento. Con frecuencia, hay infecciones bacterianas sobreagregadas. El examen clínico revela sensibilidad abdominal aumentada a la palpación profunda, especialmente en el colon, el cual se encuentra distendido y blando por la inflamación y por la aerocolia. En el 80% de los casos se presenta atonía o hipotonía del esfínter anal. Finalmente, el paciente entra en choque, puede presentar perforaciones y morir. En un estudio de 50 pacientes adultos, el diagnóstico temprano, el tratamiento con metronidazol y la intervención quirúrgica agresiva aumentaron la supervivencia de 0% a 40%.25

Complicaciones

Las formas más avanzadas de la enfermedad, que incluyen la colitis gangrenosa y la perforación intestinal, se presentan con más frecuencia en pacientes con desnutrición avanzada y con deficientes defensas inmunológicas. Esto último puede observarse en casos que reciben terapia inmunodepresora. Estas complicaciones y los casos fatales, se han observado con mayor frecuencia en mujeres embarazadas o durante el puerperio y en menores de dos años.27

Amebiasis perforada. Esta complicación de la amebiasis ocurre esencialmente en el curso de una forma necrótica fulminante. La perforación puede hacerse en forma lenta hacia el retroperitoneo, pero generalmente es abrupta al abrirse a la cavidad peritoneal (figura 2-14). Uno de los primeros síntomas y quizá de los más constantes, es la distensión abdominal, la cual se manifiesta por abombamiento y timpanismo, en muchas ocasiones con borramiento de la matidez hepática. Paralelo con lo anterior, la temperatura aumenta hasta alcanzar, a veces, 40ºC, aunque la temperatura normal y la hipotermia no deben descartar el diagnóstico, puesto que pueden suceder en casos muy graves de choque. Existe fuerte dolor abdominal y resistencia muscular a la palpación profunda, vómito, deshidratación y un intenso estado de toxemia; es una clínica de abdomen agudo por peritonitis. Como signo característico de que ha ocurrido la perforación se presenta atonía del esfínter anal con salida espontánea de material mucosanguinolento con abundantes trofozoítos. El pronóstico en estos casos es muy grave.27

Ameboma. Se manifiesta como una masa dolorosa palpable, de tamaño variable, localizada más frecuentemente en el ciego, el sigmoides y el recto (figura 2-15), no siempre asociada a una amebiasis intestinal aguda. Algunos pacientes pueden presentar síntomas de obstrucción intestinal, comprobada por radiografías obtenidas con enema baritado (figura 2-16). Ocasionalmente, ocurre perforación o hemorragia concomitantes con el ameboma. Esta complicación de la amebiasis puede confundirse con un carcinoma, una enfermedad de Crohn, un linfoma no Hodgkin, una tuberculosis, tumores cecales, etc. La incidencia de ameboma en una zona endémica de amebiasis en México es de 7,6% de amebomas entre 261 casos de amebiasis, cifra más elevada que otras informadas en la literatura.28-30

Apendicitis amebiana. Presenta manifestaciones clínicas similares a las de apendicitis bacteriana. El diagnóstico causal no puede basarse en la sintomatología, aunque la asociación con diarrea y trofozoítos en las heces puede sugerir el origen amebiano de la apendicitis. Solo el estudio histopatológico aclara el diagnóstico.33,34

DIAGNÓSTICO

Hay muchas enfermedades del colon de causas variadas que son diagnosticadas erróneamente como amebiasis con base en la sintomatología. El examen coprológico no siempre hace el diagnóstico correcto, puesto que existen resultados falsos positivos y falsos negativos. La sensibilidad del examen coprológico mejora con muestras seriadas, concentraciones, métodos inmunocromatográficos y PCR. Las coloraciones, los cultivos y las pruebas serológicas no se usan de rutina para el diagnóstico de la amebiasis intestinal.

Diagnóstico diferencial

La amebiasis intestinal debe diferenciarse clínicamente con muchas enfermedades que presentan sintomatología semejante, en especial con las que producen diarrea. Por los grandes avances en el diagnóstico de laboratorio puede reconocerse el agente causal de las diarreas en más del 70% de los casos, a diferencia de lo que sucedía hace algunos años cuando este mismo porcentaje correspondía a diarreas de causa desconocida.

En un estudio (1984) en niños con diarrea, el agente causal predominante fue Rotavirus (48%), seguido de Cryptosporidium sp. (15,5%), Salmonella sp. (11,5%), Campylobacter sp. (5,8%), E. coli enteropatógena (4,2%) y Shigella sp. (3,5%). Se le realizó examen microscópico, para parásitos, a 851 de estos niños, el cual reveló 6,9% para Giardia y 3,6% para E. histolytica/E. dispar. La frecuencia de helmintos fue: Ascaris 3,3% y menos de 1% para tricocéfalos, uncinarias y estrongiloides.35 En una revisión de 150 publicaciones sobre diarrea del viajero (1973-2009) se encontró que Escherichia coli enterotoxigénica fue el agente causal más frecuente (30,4%); en contraste, Entamoeba histolytica y Giardia duodenalis tuvieron frecuencias muy bajas (2% o menos en América Latina).36

Clínicamente, se atribuye a la amebiasis un número mayor de casos de diarrea de lo real. Es necesario efectuar los exámenes de laboratorio para hacer un diagnóstico causal. La diferenciación clínica de la disentería amebiana se hace con la disentería bacilar o shigelosis. En esta última se presenta casi siempre fiebre, es de aparición brusca y lleva más rápidamente a la deshidratación. El estudio microscópico de las materias fecales define el diagnóstico al demostrar la presencia de trofozoítos en la disentería amebiana o la abundancia de leucocitos macrófagos en la shigelosis, en la cual el coprocultivo confirma el agente causal. El coproanálisis contribuye al diagnóstico causal de las diarreas (ver el capítulo 18 de Técnicas de laboratorio). Es asimismo necesario diferenciar la amebiasis de otras parasitosis que pueden causar síndrome disentérico como tricocefalosis, balantidiasis y esquistosomiasis; y de las diarreas por intoxicación alimentaria, que generalmente son de iniciación abrupta con deposiciones líquidas sin moco. Esta intoxicación tiene una duración autolimitada de uno a dos días. Debe hacerse diagnóstico diferencial con otras enfermedades no infecciosas que producen colitis con diarrea como la colitis ulcerativa idiopática, el colon irritable, la diverticulitis, la poliposis, el adenocarcinoma, etc. Cuando se sospecha colitis ulcerativa idiopática debe descartarse amebiasis, ya que el tratamiento de la primera con corticosteroides puede producir complicaciones graves en casos de amebiasis.

DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO

Recolección y conservación de la muestra fecal

La materia fecal reciente, emitida espontáneamente, es la más apropiada para el estudio. Cuando esa muestra es líquida se supone la presencia de trofozoítos y requiere examinarse lo más rápido posible. Es indiferente el momento del día en que se recoge la muestra. Esta no debe estar contaminada con orina y debe recolectarse en un frasco o caja de cartón impermeable, limpio y no necesariamente estéril. Es muestra inapropiada la tomada después de haber ingerido bario, utilizado para radiografías del tracto digestivo. Es usual que el paciente requiera estos dos exámenes concomitantemente, en cuyo caso se realiza primero el de materias fecales, puesto que, de otra manera, sería necesario hacerlo al menos varios días después de la radiografía. Ha sido creencia que una muestra fecal para investigación de amebas debe obtenerse con laxante previo, lo cual no es cierto, debido a que se aumenta el volumen de agua y el número de parásitos queda más diluido. La indicación principal del laxante es en pacientes con estreñimiento. El laxante debe ser salino, de preferencia sulfato de sodio que, por tener un pH de 8, hace que los trofozoítos conserven sus características. Una dosis de 20 a 30 g para adultos, en un vaso de agua es suficiente para producir tres a cinco deposiciones blandas o líquidas al cabo de cuatro a seis horas de ingerido. El Bisacodilo® también es efectivo. El laxante aceitoso no es apropiado, porque es eliminado en pequeñas gotas refringentes que dificultan la identificación de quistes. En pacientes que tienen contraindicado el laxante, se puede obtener la muestra por medio de un enema evacuante con solución salina. Asimismo, se puede obtener directamente la muestra por medio de tacto rectal, cucharillas, escobillones y directamente de la mucosa por medio de rectosigmoidoscopia o colonoscopia. Este último método tiene la ventaja de permitir la visualización del intestino grueso, lo que hace posible la obtención de muestra, no solamente del contenido fecal, sino de las paredes intestinales y de las úlceras amebianas.

Las materias fecales sólidas sirven para la búsqueda de quistes aun después de 24 horas, preferiblemente con refrigeración a 4ºC. Cuando no es posible hacer un examen pronto después de recogida la muestra fecal, esta puede conservarse para estudio posterior por varios métodos: con formol en solución al 5% o al 10%, el cual debe mezclarse en la proporción de una parte de material fecal en 10 de esa solución; con mertiolate, iodo y formol (MIF), que tiene la ventaja de teñir los parásitos; con alcohol polivinílico (PVA, por su sigla en inglés), un buen preservativo y fijador con el cual se mezclan las materias fecales en el recipiente, o directamente en la placa microscópica, para ser coloreado posteriormente. (Ver el capítulo 18 de Técnicas de laboratorio).

Examen coprológico

El examen macroscópico permite la visualización de sangre y moco, que aunque no son absolutamente característicos de amebiasis, hacen sospechar la enfermedad. Igualmente, tiene importancia esta observación para tomar la porción mucosa para el examen microscópico. La consistencia de la materia fecal debe observarse y anotarse si es sólida, blanda o líquida. El examen microscópico es el método más utilizado para hacer el diagnóstico parasitológico de amebiasis intestinal al reconocer los quistes o trofozoítos de E. histolytica/E. dispar que, morfológicamente, son idénticos. Los trofozoítos se encuentran con mayor frecuencia en las heces líquidas con moco y en el material obtenido por endoscopia. Estas muestras se deben examinar con solución salina en las primeras horas siguientes a su recolección, puesto que posteriormente se inmovilizan y su identificación es difícil. Al visualizar un trofozoíto se estudia su tamaño, diferenciación de ecto y endoplasma, el tipo de movimiento, las características del núcleo y la presencia de eritrocitos fagocitados. Este último hallazgo confirma que corresponde a E. histolytica. Los trofozoítos deben diferenciarse de los macrófagos que abundan en la colitis, especialmente en la bacilar y en la ulcerativa idiopática. Estos últimos pueden tener pequeños seudópodos, pero se diferencian de los trofozoítos por la falta de movimiento y por la presencia de citoplasma granuloso. La sensibilidad del examen en fresco con solución salina es muy baja (menos de 10%).37 Es factible reconocer el estado trofozoítico en las preparaciones con lugol por la forma, por observar en algunos casos la diferencia entre ecto y endoplasma, y por las características del núcleo, que resalta con esta coloración; no obstante, se pierden algunos caracteres diferenciales principales como el movimiento y la emisión de seudópodos. Si se combina el examen en fresco y la coloración con lugol, la sensibilidad llega a un 60%.37 En preparaciones coloreadas con hematoxilina férrica o con coloración tricrómica se pueden estudiar con mayor detalle las características de los trofozoítos, especialmente la morfología nuclear, la cual es la más importante para la clasificación de género y especie en trofozoítos y en quistes.

El reconocimiento de especie en los prequistes se hace únicamente por las características nucleares observadas en preparaciones coloreadas. Los quistes se encuentran más frecuentemente en materias fecales sólidas y blandas. En solución salina es posible reconocer su forma redondeada y su tamaño, de 10 a 18 µ, características que, por sí solas, no son suficientes para hacer el diagnóstico de especie, ya que los quistes de otras amebas humanas adoptan formas similares y pueden tener las mismas dimensiones; los núcleos no siempre se ven claramente. Con lugol resaltan los núcleos que van de uno en los quistes jóvenes, hasta cuatro en los maduros. Los quistes pueden presentar vacuola iodófila principalmente los inmaduros, en los cuales ocupa gran parte del citoplasma. Los cuerpos cromatoidales, formaciones con aspecto de rodillo, con extremos redondeados, de los quistes jóvenes, son blancos refringentes en solución salina y negros cuando se colorean con hematoxilina férrica. Cuando se evidencian solo quistes y el paciente tiene anticuerpos séricos contra E. histolytica se puede presumir que correspondan a esta especie, especialmente si esto sucede en áreas no endémicas, puesto que en zonas endémicas estos anticuerpos pueden corresponder a infecciones invasoras antiguas.

Como la eliminación de los parásitos en las materias fecales no es constante, la posibilidad de encontrarlos se aumenta cuando se estudian varias muestras o se repiten los exámenes en días diferentes. Se recomienda hacer tres exámenes en un período de 10 días, lo cual mejora la detección del parásito en un 85% a un 95%.37 Asimismo, se obtienen resultados mejores con los métodos de concentración, que son efectivos para el hallazgo de quistes, pero no de trofozoítos.

Biopsias

En cortes histológicos de úlceras, en amebiasis intestinal, es posible identificar E. histolytica con la coloración corriente de hematoxilina-eosina, aunque esta no permite detallar las estructuras nucleares. Se han descrito coloraciones especiales para ese fin, que hacen buena diferenciación de las amebas con macrófagos e histiocitos como el método tricrómico y las técnicas inmunofluorescentes. En tejidos se encuentra E. histolytica únicamente en forma de trofozoítos. Se resalta que la presencia de trofozoítos en tejidos confirma que sea E. histolytica y no E. dispar.

Pruebas inmunológicas y PCR en materia fecal En la actualidad, la tendencia es a perfeccionar las técnicas de identificación de antígenos específicos, que permitan asegurar el diagnóstico diferencial de E. histolytica y de E. dispar. Se utiliza la adhesina que se inhibe por galactosa para obtener anticuerpos en conejos; con ellos se realizan las pruebas de ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA, por su sigla en inglés) en materia fecal para identificar antígenos (adhesina o lectinas) específicos de E. histolytica.38 Cuando se usan pruebas de ELISA para detectar antígenos en materia fecal se ha encontrado una sensibilidad de 71% a 79% y una especificidad de 96% a 100%, al compararlas con la prueba de PCR en tiempo real como prueba de referencia.39 La prueba de la PCR detecta ácido desoxirribonucleico (ADN) o ácido ribonucleico (ARN) de los parásitos, se utiliza para el diagnóstico y tiene mayor sensibilidad que la prueba de ELISA.40 Se espera obtener procedimientos sencillos y de bajo costo para que sean utilizados en las regiones endémicas para amebiasis. Estos nuevos métodos permiten cambios sustanciales en los estudios sobre amebiasis, puesto que las cifras de prevalencia serán fidedignas y la terapéutica se podrá hacer solo en los que se presenta E. histolytica y no E. dispar.41,42

Pruebas serológicas

Las dificultades en la preparación de un antígeno purificado y libre de bacterias hicieron que inicialmente las diversas reacciones utilizadas fueran poco específicas. Cuando Diamond (1961) consiguió el crecimiento de E. histolytica en un medio axénico (o medio libre de bacterias)8 se dio el paso decisivo para la preparación de un antígeno con un alto grado de pureza y, por lo tanto, el desarrollo de reacciones con mayor especificidad. A pesar de esto, las reacciones serológicas en la amebiasis intestinal son de difícil interpretación en zonas endémicas, puesto que existen tres posibilidades: casos con amebas en las materias fecales y ausencia de anticuerpos, que muy probablemente correspondan a E. dispar; casos sin amebas al coprológico y presencia de anticuerpos circulantes, correspondientes a infecciones pasadas; y casos que a la vez presentan el parásito en las materias fecales y anticuerpos séricos. Esta última circunstancia puede corresponder a E. histolytica, que cause invasión tisular, o puede igualmente presentarse en una persona que tenga los anticuerpos por infecciones previas y, en ese momento, las amebas correspondan a E. histolytica que no ha invadido el colon o a E. dispar que nunca invade. Los anticuerpos circulantes persisten durante un año o más, aunque las amebas hayan desaparecido de las materias fecales, lo que indica invasión tisular presente o pasada. Las principales reacciones para el estudio de los anticuerpos en el suero y su interpretación se discuten al tratar el absceso hepático amebiano, en la cual tienen mayor aplicación para el diagnóstico.

Cultivos e inoculaciones

El cultivo de E. histolytica no es un procedimiento diagnóstico de rutina, se utiliza en laboratorios especializados para preparar antígenos y para estudios bioquímicos, farmacológicos, inmunológicos, etc. Las inoculaciones en animales tampoco son procedimientos corrientes para el diagnóstico; se usan principalmente para investigaciones de patogenia, virulencia y quimioterapia; los animales más utilizados para este fin son los cobayos, las ratas, los ratones y los cricetos.

EPIDEMIOLOGÍA, PREVENCIÓN Y CONTROL

La amebiasis predomina en los países pobres por la alta contaminación fecal, con prevalencias muy variadas de acuerdo a las regiones, comúnmente entre 4% y 15% para el complejo E. histolytica/E. dispar. La parasitosis se adquiere principalmente por contaminación fecal de manos, aguas y alimentos. En países desarrollados se ha incrementado por abundancia de viajeros de zonas endémicas. Las costumbres homosexuales favorecen la contaminación oroanal.

Epidemiología

Prevalencia. La amebiasis, como todas las infecciones de origen fecal, predomina en los países pobres. En los países desarrollados se encuentra ocasionalmente en viajeros que estuvieron en zonas endémicas, o por contaminación de personas que han llevado los parásitos desde países subdesarrollados (empleadas domésticas, cocineros, etc.). En algunas ocasiones se ha encontrado la infección en homosexuales, en los cuales la transmisión se hizo por contaminación oroanal.43 En Bangladesh, en un grupo de 289 niños preescolares con diarrea, el 8% presentó E. histolytica como causa contribuyente a este síndrome.44 Desde el punto de vista epidemiológico, es importante diferenciar la infección amebiana de la enfermedad. La primera implica la presencia del parásito en el organismo humano sin causarle daño, la segunda sucede cuando hay invasión del parásito a los tejidos y, por consiguiente, sintomatología.

Con los nuevos procedimientos que permiten diferenciar E. histolytica de E. dispar, la prevalencia de amebiasis debe referirse a los casos de parasitismo por la forma patógena E. histolytica. Cuando los datos de prevalencia se basan en exámenes microscópicos o en cultivos de materias fecales, se refieren a cualquiera de las dos especies. En Pernambuco, Brasil, 1437 muestras de materia fecal fueron positivas en 4,1%, para quistes tetranucleados de amebas. No obstante, todas las muestras fueron negativas para E. histolytica por ELISA. De 59 muestras cultivadas, en 31 crecieron trofozoítos, de las cuales el 74,19% fueron positivas para E. dispar por PCR y ninguna positiva para E. histolytica.45 En países en vías de desarrollo, el rango de prevalencia es de 1% a 40% en América Central, Asia y África. En países industrializados es de 0,2% a 10,8%.46 En una zona rural de Ecuador, en la provincia de Esmeraldas, se encontró una alta prevalencia de parasitismo intestinal (98,9%); el 27% fueron positivos para el complejo E. histolytica/E. dispar, de los cuales el 18,9% tenían patrones de zimodemos de E. histolytica.47 Todo esto demuestra la variabilidad de las prevalencias de estos protozoos en diferentes comunidades.

La Encuesta Nacional de Morbilidad en Colombia, de 1980, reveló un 12,1% de positividad para el complejo E. histolytica/E. dispar. Cuando se observan cifras muy altas debe pensarse que hubo error de diagnóstico por mala identificación y por incluir Entamoeba hartmanni, la cual es igual en su forma quística, pero con la diferencia de que estos quistes son menores de 10 µ.48 En los países endémicos como Colombia, en los que se ha hecho la diferenciación de especie por detección de antígenos en materia fecal, gracias al método de ELISA, se ha encontrado que, únicamente el 8,69% de los diagnosticados por examen microscópico, corresponden a E. histolytica.41 Cuando estas cifras se extrapolan a la población general se encuentra que la prevalencia real de E. histolytica es solamente de 1% a 3%. Otro estudio en Colombia reveló que, de 17,5% positivos para el complejo E. histolytica/E. dispar, solo el 0,6% correspondían a E. histolytica.49 Lo expuesto demuestra que realmente ha existido un sobrediagnóstico de amebiasis y que, en el futuro, las prevalencias deben incluir datos obtenidos por métodos de laboratorio que permitan identificar E. histolytica.

Fuente de infección. En la amebiasis humana es el hombre, aunque pueden encontrarse algunos animales infectados como monos, perros, cerdos, etc., la prevalencia en ellos es baja y la infección humana a partir de esos reservorios tiene poca importancia. Se recalca que la única forma infectante por vía oral es el quiste, por lo cual los mejores transmisores son las personas asintomáticas que, por lo general, no reciben tratamiento; y los amebianos crónicos, que eliminan en sus materias fecales la forma quística de la ameba. Los pacientes con disentería amebiana, que eliminan únicamente trofozoítos, son importantes desde el punto de vista clínico, pero no como transmisores, puesto que los trofozoítos, al ser ingeridos, son destruidos por el jugo gástrico y no pueden originar nuevas infecciones. Los quistes tienen la capacidad de resistir algunas condiciones ambientales y pueden permanecer en la tierra o en el agua por varios meses, sin perder su viabilidad. En el agua resisten las concentraciones de cloro que se utilizan corrientemente para controlar la contaminación bacteriana, pero son retenidos por los filtros comunes. La amebiasis intestinal tiene tendencia familiar y de predominio en grupos que vivan hacinados o en íntimo contacto, con mala higiene personal y saneamiento ambiental deficiente. La infección a través de quistes se hace directamente por contaminación con materia fecal a través de manos sucias, tierra, agua o alimentos. Los quistes son infectantes después de un corto período de maduración en el medio externo (figura 2-18).

Prevención

Higiene personal. La deficiencia de este factor es de especial importancia, puesto que incluso en comunidades sin contaminación fecal del ambiente puede ser responsable de la diseminación de la amebiasis. El mal lavado de las manos es un factor sobresaliente, ya que mínimas contaminaciones con materia fecal pueden ser causa de infección. Los manipuladores de alimentos son especialmente aptos para difundir esta parasitosis y, entre ellos, especialmente la madre que prepara alimentos para la familia, las empleadas del servicio doméstico y las personas encargadas de preparar y manejar alimentos en restaurantes, cocinas, etc.


Figura 2-18. Amebiasis. Transmisión fecal de quistes de amebas y otros agentes infecciosos.

Saneamiento ambiental. La contaminación con quistes de ameba es relativamente fácil en las zonas endémicas, donde la eliminación de las excretas humanas no es adecuada o presenta deficiencias notorias. Este factor es especialmente importante en las zonas rurales y en los barrios pobres de las ciudades donde no existen sanitarios ni letrinas higiénicas. Las materias fecales eliminadas en las huertas o en el campo contaminan la tierra y pueden llegar al agua que se usa para la bebida. Las hortalizas, ocasionalmente, son regadas con aguas contaminadas o se ponen en contacto con la tierra infectante. Si no son lavadas minuciosa y apropiadamente, constituyen una causa frecuente de contaminación amebiana. Los alimentos cocinados no presentan este peligro, ni tampoco las aguas que han sido debidamente tratadas en los acueductos, ya que los procedimientos de filtración y decantación retienen los quistes. La ebullición del agua de bebida es una medida simple y muy efectiva para destruir los quistes y todos los otros agentes infecciosos. Se han presentado epidemias de amebiasis por contaminación de acueductos con aguas negras. Los insectos caseros, principalmente las moscas y las cucarachas, pueden servir de transmisores mecánicos de amebiasis por la frecuente tendencia a posarse en materias fecales y de alimentarse con ellas. Los quistes ingeridos por estos artrópodos son eliminados a través de sus deyecciones sin sufrir alteraciones. La transmisión puede hacerse igualmente a través de patas, alas o partes bucales al posarse en los alimentos.

Control

Es difícil y complejo en zonas endémicas, ya que requiere una serie grande de circunstancias que eviten la contaminación con materias fecales. La elevación general de la calidad de vida, que incluye mejores viviendas, agua potable, eliminación apropiada de las heces humanas, higiene personal y mejores conocimientos sobre transmisión de las enfermedades, hacen que la amebiasis y las otras parasitosis intestinales disminuyan de manera natural. Esta es la razón por la cual los países más desarrollados económica y culturalmente tienen menor prevalencia de amebiasis que los países de zonas tropicales y en subdesarrollo. Para establecer medidas preventivas específicas en la familia o en otros grupos, debe pensarse inicialmente en la correcta eliminación de las materias fecales como uno de los métodos más realizables. La contaminación fecal en los homosexuales por contacto oroanal ocasiona infecciones y se considera de importancia epidemiológica en las comunidades estudiadas donde se ha encontrado amebiasis asintomática, en las cuales predomina E. dispar. En estudios sobre seroprevalencia para E. histolytica fue significativamente más alta en personas con VIH sin HIV.50,51 Otro estudio reveló que la prevalencia de colitis amebiana fue similar en pacientes con y sin VIH. A diferencia con las helmintiasis intestinales, no se recomienda para amebiasis u otras protozoosis intestinales, el uso de tratamientos comunitarios en masa (quimioterapia preventiva) como medida de control. Tampoco se recomiendan los medicamentos antimicrobianos como los medicamentos quimioprofilácticos.

TRATAMIENTO

Todos los medicamentos antiamebianos actúan únicamente contra los trofozoítos y cuando estos son destruidos en la luz intestinal evitan la producción de quistes. Los medicamentos antiamebianos son: de acción luminal, que destruyen los trofozoítos en la luz del colon (pertenece a las dicloroacetamidas, principalmente teclozán); y de acción tisular, que destruyen los trofozoítos en los tejidos (5-nitroimi-dazoles: secnidazol, tinidazol y metronidazol).

Todos los medicamentos antiamebianos actúan contra los trofozoítos de E. histolytica y son incapaces de penetrar la pared de los quistes. En los casos de amebiasis intestinal, en los cuales existen quistes, la desaparición de estos después de un tratamiento se debe al ataque de los medicamentos sobre las formas trofozoíticas que los originan y no por acción directa contra ellos. Cuando hay un examen coprológico positivo para E. histolytica/E. dispar y sintomatología compatible con amebiasis, el médico debe considerar el tratamiento antiamebiano. Cuando el coprológico es positivo para las amebas mencionadas y no existe sintomatología, debe igualmente darse tratamiento, puesto que se eliminan los parásitos de la luz intestinal para cortar la cadena de transmisión y evitar que, en algún momento, haya amebiasis invasiva. Cuando hay posibilidades de realizar la prueba de ELISA para diferenciar las dos especies, solo se trata cuando es positiva para E. histolytica. La elección de los amebicidas se basa en la localización de los trofozoítos, los cuales pueden estar en la luz del intestino, en la pared del colon o en los tejidos extraintestinales. Según lo anterior, se debe seleccionar el medicamento y su vía de administración.

Tratamiento farmacológico

Los medicamentos antiamebianos se dividen en dos grupos de acuerdo a su mecanismo de acción: amebicidas de acción luminal, y amebicidas de acción principalmente tisular y parcialmente luminal.

Amebicidas de acción luminal. El más utilizado es dicloroacetamida o teclozán. Se comercializa en comprimidos de 500 mg y en suspensión con 50 mg por 5 mL. Para adultos y niños mayores de ocho años, la dosis es de dos comprimidos al día durante cinco días. Si se utiliza la suspensión en niños de tres a ocho años, se usa la mitad de la dosis; y en menores de tres años 1/4 de la dosis.46 La tolerancia es muy buena, solo ocurre flatulencia como efecto colateral frecuente. No se conocen reacciones adversas durante el embarazo. La toxicidad es muy baja; en animales, la dosis letal es mayor de 5.000 mg/kg por vía oral, pero en humanos no hay efectos tóxicos demostrados. Está indicado en el tratamiento de los casos asintomáticos como medicamento único; y como complemento de los antiamebianos que actúan en los tejidos, en los casos sintomáticos.52,53 Asimismo, son de acción luminal la paromomicina a la dosis de 30 mg/kg dividida en tres tomas durante 10 días, y el furoato de diloxanida a la dosis de 500 mg tres veces al día durante 10 días.46

Amebicidas de acción principalmente tisular y parcialmente luminal. Son los derivados del 5-ni-troimidazol, efectivos principalmente en los tejidos, ya que se absorben rápidamente del intestino delgado; por esta razón se indican en casos de amebiasis intestinal sintomática, en los cuales las amebas han invadido la pared del colon; y asimismo en todos los casos de amebiasis extraintestinal. La poca cantidad de medicamento no absorbido y los metabolitos eliminados por la bilis pueden actuar por contacto contra las amebas en la luz del intestino con actividad parcial. En amebiasis aguda y crónica se deben complementar con los amebicidas de acción luminal para destruir los trofozoítos en la luz intestinal y evitar recaídas. Además de su acción antiparasitaria, los nitroimidazoles tienen acción contra microorganismos anaerobios y Helicobacter pylori.

Existe un buen número de derivados 5-nitroi-midazólicos, pero los más utilizados son: tinidazol, secnidazol y metronidazol. Todos se usan por vía oral y el metronidazol igualmente por vía intravenosa. Estos compuestos tienen gran poder de difusión en los tejidos y algunos como el tinidazol y secnidazol permanecen en ellos por mayor tiempo. Se eliminan principalmente por la orina (a la cual pueden darle un color oscuro o rojizo), la vagina, el semen, etc. Producen efectos colaterales frecuentes, pero en general no graves, principalmente del aparato digestivo: sabor metálico, náuseas, vómito, dolor abdominal y anorexia. Con menor frecuencia se evidencian mareos, dolores musculares, entumecimientos, cefalea, glositis y erupción cutánea. En algunos pacientes las reacciones alérgicas son generalizadas, con prurito, brote cutáneo, rinorrea y edema glótico. Estas reacciones hacen necesaria la suspensión del medicamento y la administración de corticosteroides.

Estos medicamentos deben administrarse con las comidas y es necesario abstenerse de consumir alcohol durante el tratamiento y tres días después, debido a la actividad inhibidora de las enzimas que lo metabolizan, lo cual origina efectos potencializadores del alcohol como la rubicundez, los vómitos, la somnolencia, la hipotensión, etc. (efectos disulfirán). Están igualmente contraindicados cuando se usan anticoagulantes orales. En experimentos con animales se ha comprobado acción carcinogénica cuando se usan en altas dosis por tiempo largo, pero a dosis terapéuticas en humanos no se conoce esta acción. Aunque no son teratogénicos, se recomienda no utilizarlos en el primer trimestre del embarazo por su fácil difusión a través de la placenta, pero después del primer trimestre se han usado en muchas ocasiones sin causar problemas. Se debe evitar en pacientes con antecedentes de enfermedades neurológicas y discrasias sanguíneas. Existe resistencia al metronidazol por parte de algunas bacterias anaerobias, Trichomonas y Giardia, por lo cual es de suponer que podrá presentarse para amebas.54 No se han realizado estudios de resistencia con los otros 5-nitroimida-zoles, pero su gran utilización podría, en el futuro, causar resistencia de los microorganismos para los cuales actúan. El orden de preferencia de estos medicamentos es el siguiente:

Tinidazol. Este antiamebiano tiene eficacia similar al metronidazol en el tratamiento de amebiasis intestinal sintomática, con la ventaja de ser efectivo con un tratamiento más corto.55 Para adultos, la dosis es de 2 g al día en una sola toma después de una comida, durante dos días. Para niños, es de 50 a 60 mg/kg/día, durante dos a tres días. Se comercializa en comprimidos de 500 mg y de 1 g; y en suspensión de 200 mg/mL. Produce, ocasionalmente, vesículas en los labios y las córneas; en estas últimas puede suceder erosión.

Secnidazol. Antiamebiano de larga vida media plasmática (20 horas), es dos veces más activo que el metronidazol.56 Este antiamebiano administrado en dosis única a 315 adultos y a 218 niños con amebiasis intestinal produjo 89% de negativización en los niños y 85% en los adultos, con muy buena tolerancia en ambos grupos. En 50 pacientes asintomáticos portadores de quistes de E. histolytica, tratados con dosis única de 30 mg/kg, el 56% fueron negativos después del tratamiento, mientras que en un grupo similar tratado con placebo, solo fueron negativos el 24%; diferencias que fueron estadísticamente significativas.57 El secnidazol se comercializa en comprimidos de 500 mg y 1.000 mg para adultos; y en granulado para suspensión con 500 mg y 750 mg para niños. Se recomienda en dosis única de 2 g para adultos y 30 mg/kg para niños.58

Metronidazol. Tiene una vida media plasmática de ocho horas. La dosis es de 30 mg/kg/día por siete a diez días, lo cual equivale a 1 a 2 g diarios para adultos. Este nitroimidazol es el que produce más efectos secundarios, comparado con los otros antiamebianos del mismo grupo. Al fraccionar la toma diaria y administrarlo con las comidas se disminuyen los efectos secundarios.59 El metronidazol se presenta en comprimidos de 250 y 500 mg y en suspensión con 250 mg por 5 mL. Existe una presentación inyectable que contiene 500 mg del medicamento en 100 mL para uso intravenoso. Se indica en infecciones por anaerobios y en casos graves de amebiasis como se describe en el tema de Absceso hepático.46

Nitazoxanida. Es un 5-nitrotiazol aceptado por la Administración de Alimentos y Medicamentos (FDA, por su sigla en inglés) y el Instituto Nacional de Vigilancia de Medicamentos y Alimentos (Invima, por su sigla en inglés) para tratamiento de giardiasis y criptosporidiosis. La eficacia en amebiasis intestinal tiene resultados controvertidos, con elevada prevalencia de efectos secundarios.46,60,61

Tratamiento quirúrgico de la colitis amebiana fulminante

Al pronto uso de los nitroimidazoles se asocia la colectomía parcial o total, una cirugía muy radical que afecta en forma notoria la vida útil del paciente. La supervivencia que era de 0% en estas formas de colitis, cuando no se usaban procedimientos quirúrgicos, se aumentó a 40% cuando fueron practicados.25

DIARREA POR OTRAS AMEBAS

Dientamoeba fragilis

No se conocen formas quísticas, el trofozoíto mide de 6 a 12 µ, tiene usualmente dos núcleos que no se observan en fresco y que, coloreados, muestran el cariosoma formado por 4 a 8 granos de cromatina; no existe cromatina en la membrana nuclear. Los seudópodos son amplios, aparecen en un solo lado y no le confieren movimiento activo. En el endoplasma se encuentran bacterias, vacuolas e inclusiones (figura 2-19). Existen formas flageladas, por lo cual algunos autores la incluyen dentro de los amoeboflagelados como Histomonas. En los últimos años se ha estudiado con mayor interés este parásito como causa de diarrea y de otros síntomas digestivos similares al colon irritable.62 Como la transmisión de D. fragilis se hace por vía oral con los trofozoítos, ya que no existen quistes, los factores ambientales no influyen en la epidemiología, por lo cual se ha descrito con frecuencia en países no tropicales.63 La prevalencia varía entre 0,5% y 16%; y una tercera parte de los pacientes presentan síntomas crónicos, principalmente diarrea. Para el tratamiento se han utilizado varios medicamentos antiparasitarios que incluyen tetraciclinas, eritromicina y los 5-nitroimidazoles.64 Algunos autores afirman que no hay relación en niños con dolor abdominal y la presencia de D. fragilis, comparadas con niños no parasitados.65 Los cerdos se consideran reservorios de esta especie según estudios realizados en materias de estos animales.66


Figura 2-19. Dientamoeba fragilis. Trofozoíto binucleado con coloración tricrómica.

Tomada de: OMS.

Entamoeba moshkovskii

Es otra especie de Entamoeba, indistinguible morfológicamente de E. histolytica y E. dispar, descubierta en 1941 en aguas negras de Moscú 67 y luego informada en muchas otras regiones. Esta ameba presenta características en común con Entamoeba histolytica Laredo, encontrada en EE.UU. en 1961 en un paciente con diarrea.68 Ambas crecen a temperatura ambiente, son osmotolerantes y resistentes a la emetina, lo que las diferencia de E. histolytica y de E. dispar. Estudios moleculares han confirmado que E. histolytica Laredo es una cepa de E. moshkovskii.69 Aunque E. moshkovskii se aisló inicialmente de aguas negras, estudios posteriores demuestran que se puede encontrar en materias fecales humanas.70 Un estudio en Bangladesh con 109 muestras de materias fecales de niños prescolares, mediante PCR, se encontró 15,6% de E. histolytica, 35,8% de E. dispar y 21,1% de E. moshkovskii. En este último grupo se hallaron, conjuntamente, E. histolytica y E. dispar en el 73,9% de los casos, lo que evidencia que muchos casos diagnosticados en el examen microscópico como E. histolytica/E. dispar pueden corresponder a E. moshkovskii.71 La PCR es un método diagnóstico rápido y efectivo para la detección y diferenciación de las tres especies mencionadas.72

Entamoeba polecki

Es morfológicamente similar a E. histolytica/E. dispar y a E. hartmanni. La identificación de E. polecki se hace en preparaciones coloreadas con hematoxilina férrica o coloración tricrómica. Los quistes son uninucleados y pueden contener inclusiones densas (figura 2-20).73 El mayor número de casos humanos se ha encontrado en Papúa (Nueva Guinea), en personas que tienen contacto con cerdos.74 En Venezuela se han descrito siete casos humanos, los únicos reportados en América Latina, de los cuales tres tenían contacto con cerdos y tres presentaban sintomatología intestinal, todos curados con metronidazol.75 Puede diferenciarse de E. histolytica y de las otras similares por medio de la prueba de PCR en las materias fecales.76

Entamoeba bangladeshi

En estudios realizados en Bangladesh en niños con y sin diarrea se identificó esta nueva especie, morfológicamente igual a E. histolytica, E. dispar y E. moshkovskii. Se clasificó como nueva especie por métodos moleculares con la técnica de la PCR. La incidencia y el efecto de la infección en niños de esta nueva especie requieren mayor investigación.77,78

ABSCESO HEPÁTICO AMEBIANO

Es la localización más frecuente de la amebiasis extraintestinal. Se inicia con trombosis de los vasos porta, microabscesos e inflamación. Lo anterior lleva a necrosis de crecimiento progresivo y ocasiona una cavidad que contiene líquido necrótico de color achocolatado (mal llamado pus). La mayoría de los abscesos están localizados en la parte superior del lóbulo derecho. El absceso único es más común que el múltiple. En algunos casos hay infección bacteriana concomitante, pero se debe diferenciar del absceso de origen exclusivamente bacteriano. La principal complicación es la ruptura.

Patología

El hígado es la localización amebiana más frecuente después del colon. La puerta de entrada es el intestino grueso que ha sufrido la invasión por E. histolytica; por vía porta los parásitos son transportados al hígado. La invasión amebiana produce trombos en los pequeños vasos porta, los cuales están cargados con trofozoítos, lo que origina puntos de necrosis y microabscesos, cuya ruptura causa inflamación inicial múltiple. Este estado no puede clasificarse verdaderamente como hepatitis amebiana, puesto que no existe un cuadro anatomopatológico definido de esta entidad. La etapa inflamatoria es transitoria, ya que evoluciona hacia la curación por las defensas naturales del organismo o avanza hacia la necrosis y constituye el absceso. La etapa inicial consiste en la formación de pequeños focos que contienen trofozoítos y células mononucleares, los neutrófilos son lisados por los trofozoítos. Luego se presenta licuefacción de la zona central por necrosis y hemorragia que produce un material gelatinoso.

La dificultad para conocer las alteraciones microscópicas en la etapa inicial de la invasión amebiana al hígado humano, no permite saber cuáles son los cambios celulares iniciales. Infecciones experimentales demuestran estos cambios, los cuales posiblemente se pueden extrapolar al hombre. La primera etapa al llegar los trofozoítos al hígado está caracterizada por infiltración de neutrófilos que rodean al parásito. La lisis de estos neutrófilos y de histiocitos situados en la periferia de la lesión origina necrosis al destruirse los hepatocitos.


Figura 2-20. Entamoeba polecki. A) Trofozoíto con coloración tricrómica que muestra núcleo típico y citoplasma granular. B) Quiste típico uninucleado con coloración tricrómica; se observa una masa densa al lado izquierdo y el núcleo al lado derecho. (La barra de la foto mide 10 micras).

Tomada de: A. Ash L, Orihel T. Atlas de Parasitología humana. Panamericana. B. OMS.

Estas células se reemplazan progresivamente por macrófagos y células epitelioides para desarrollarse un granuloma. Los granulomas fusionados aumentan la necrosis. Estos resultados sugieren que los trofozoítos no lisan directamente los hepatocitos.

Cuando aumenta la destrucción hepática y se reúnen varios abscesos se forma progresivamente una cavidad (figura 2-21). En la periferia del absceso se encuentra tejido hepático en destrucción, fibrosis, linfocitos, plasmocitos y trofozoítos. El contenido, que no es purulento, consiste en un líquido espeso de color chocolate o amarillo rojizo, con grumos y restos de material coagulado y necrótico (figura 2-22), pero no siempre con trofozoítos, puesto que estos no sobreviven en este ambiente y después de desprenderse de la pared son destruidos. En los abscesos crónicos puede constituirse una cápsula de tejido fibroso que los aísla del tejido sano. En algunos casos existe asociación del ameboma con el absceso hepático amebiano.79

En casos de amebiasis fatal en Colombia, se encontró que el 38% presentaban absceso hepático amebiano. La mayoría de los casos afectaban el lóbulo derecho y el 65% eran de posición superior. El absceso único se presentó en el 53,5% de los casos. El diámetro de las lesiones fue muy variable, desde pocos milímetros hasta 20 cm o más. La ruptura se encontró en 48,4%, más frecuentemente hacia el peritoneo, la pleura, el pulmón y el pericardio, con menos frecuencia se rompió hacia el estómago, el retroperitoneo, el espacio subdiafragmático, la pared abdominal, etc. La ruptura fue generalmente súbita y fatal. Cuando ocurre hacia el pulmón puede producir vómica. El absceso hepático fue la segunda causa de muerte en amebiasis fatal después de la perforación intestinal amebiana.27 En Colombia, aproximadamente una tercera parte de los casos de muerte ocurre en niños. Hace 15 años, la mortalidad se calculaba en 20% para los niños y 10% para los adultos.80,81 En la actualidad es menos de 1% debido a los avances en diagnóstico y terapéutica.

Manifestaciones clínicas

Las manifestaciones generales son malestar, fiebre de intensidad variable, dolor en la zona hepática y hepatomegalia. Las principales complicaciones son los síntomas pulmonares por elevación del hemidiafragma derecho y la ruptura del absceso hacia el peritoneo, el pulmón y las fístulas al exterior.

El comienzo de la enfermedad es gradual y los primeros síntomas son inespecíficos: debilidad general, febrícula, anorexia y dolor en hipocondrio derecho.


Figura 2-21. Entamoeba histolytica. Abscesos hepáticos amebianos.

Cortesía del Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.


Figura 2-22. Entamoeba histolytica. Material purulento de un drenaje de absceso hepático.

Original.

Cuando la sintomatología se establece definitivamente, se caracteriza por gran malestar, fiebre, a veces con escalofrío y dolor en zona hepática que puede irradiarse al hombro derecho, al epigastrio y a la espalda. Puede haber náuseas, vómito, diarrea y cólico. Se observa amebiasis intestinal aguda concomitante en aproximadamente la cuarta parte de los casos y en los restantes es frecuente encontrar historia anterior de amebiasis intestinal. Sin embargo, en un porcentaje moderado no se relatan antecedentes clínicos de esta parasitosis. La pérdida de peso es muy frecuente como consecuencia de la franca anorexia que se presenta en los casos más graves. Se puede encontrar tos, disnea, dolor a la inspiración profunda y otros síntomas de origen pulmonar, debido a la presión que ejerce el hígado agrandado hacia el pulmón derecho. En el examen físico se encuentra gran sensibilidad en zona hepática, hepatomegalia y, en algunos casos, abombamiento del abdomen o de la pared costal. La alteración de la movilidad diafragmática y los signos de congestión pulmonar en la base derecha son frecuentes. Pocas veces se presenta ictericia. El cuadro clínico característico anotado no es constante, puesto que suceden en ocasiones únicamente uno o dos de los síntomas y signos mencionados, lo cual dificulta el diagnóstico. En algunos pacientes se acentúan ciertos síntomas o signos de órganos vecinos, lo que hace pensar en otras enfermedades como neumonía, colecistitis o absceso perirrenal. Ocasionalmente, un absceso de considerable magnitud pasa oligosintomático e incluso asintomático por mucho tiempo. Se detallan a continuación algunas características de los principales síntomas y signos observados, considerados en orden de frecuencia.80,81

Malestar general. Aunque este síntoma es común en muchas enfermedades, el malestar y la debilidad general son muy marcados en el absceso hepático y se presentan desde el comienzo, aun sin otros síntomas que permitan hacer una presunción diagnóstica. Se acompañan de anorexia y pérdida de peso.

Dolor. Este síntoma casi siempre está presente desde el comienzo. Su localización, intensidad e irradiación son variables, aunque es más frecuente en el hipocondrio derecho y aumenta con la inspiración profunda. Comúnmente, la zona más dolorosa permite localizar el absceso. El dolor se presenta en el 95% de los casos.82

Fiebre. Es muy variable en intensidad, pero usualmente moderada e intermitente; puede estar precedida de escalofrío y ascender a 39ºC o 40ºC, lo cual podría hacer pensar en otras entidades infecciosas o parasitarias. Se presenta en el 82% de los casos.82

Hepatomegalia. Se hace a expensas del lóbulo afectado, generalmente no es muy dura y, en ocasiones, puede presentarse con más de una tumoración. En pocos pacientes este signo no es detectable, porque el hígado crece hacia arriba o hacia atrás. Se encuentra en el 72% de los casos.81 En los niños, este signo se describe en el 88% de los casos.83

Síntomas pulmonares. En algunos pacientes pueden ocurrir síntomas y signos pulmonares por compresión de la base pulmonar derecha, lo cual puede hacer pensar en enfermedad pulmonar inicial en vez de hepática.

Ruptura del absceso. La sintomatología por la ruptura varía de acuerdo al lugar afectado. En publicaciones sobre estudios clínicos, la vía de ruptura más común es hacia el tórax, en cuyo caso hay graves manifestaciones pulmonares que pueden corresponder a derrame pleural, neumonía, absceso pulmonar y fístula hepatobronquial con vómica. Se conocen algunos casos de ruptura al mediastino y al pericardio, con sintomatología cardíaca grave, usualmente fatal. Otros órganos o vísceras que pueden afectarse por la ruptura del absceso son el peritoneo, el aparato digestivo y las vías biliares; ocasionalmente, se rompe al exterior a través de la piel.27

Diseminación a distancia. Por vía hematógena puede pasar a otros órganos como el cerebro, el riñón, las suprarrenales, etc., en cuyo caso se presenta sintomatología correspondiente a cada órgano. Estas complicaciones ocurren comúnmente en personas en mal estado general, inmunosuprimidos y que tengan una amebiasis invasora avanzada.

Hepatitis amebiana. Anatomopatológicamente, esta entidad no es reconocida o se considera como una etapa inicial de la invasión hepática, siempre transitoria. En 220 casos de amebiasis fatal en Colombia, ninguno se rotuló como hepatitis, o sea, inflamación difusa del parénquima con amebas.27

Diagnóstico

El absceso hepático simula gran variedad de enfermedades febriles que producen dolor abdominal. El diagnóstico imaginológico se hace principalmente con la ecografía, y el serológico con la prueba de ELISA. En el material necrótico del absceso rara vez se encuentran trofozoítos de E. histolytica, porque se han lisado.

El diagnóstico diferencial debe hacerse con enfermedades que produzcan hepatomegalia dolorosa y tumoraciones del hígado como la hepatitis y los tumores; con aquellas que produzcan dolor en la zona perihepática como la colecistitis, la apendicitis, el absceso subfrénico o perirrenal; y con enfermedades febriles como la malaria y las infecciones bacterianas, que pueden estar acompañadas por escalofrío. Es importante hacer el diagnóstico diferencial entre el absceso hepático amebiano y el de origen bacteriano. Aunque no siempre es fácil esta diferenciación desde el punto de vista clínico y epidemiológico, las siguientes características del absceso bacteriano deben tenerse en cuenta:

 Generalmente tiene comienzo más abrupto, es más agudo, los signos pulmonares son menos frecuentes y, ocasionalmente, hay antecedentes de focos piogénicos en otros lugares.

 La fiebre y la ictericia son frecuentemente más altas y la alteración de las pruebas hepáticas es mayor. Asimismo, ocurre una leucocitosis más elevada.

 El material obtenido del absceso es purulento, amarillo o verdoso y de mal olor. El examen microscópico y el cultivo pueden identificar el agente bacteriano.

 Hay muy buena respuesta a los antibióticos y no a los antiamebianos.

 Los anticuerpos antiamebianos en suero no están presentes, o si lo están, es debido a amebiasis intestinal invasora anterior, principalmente en países endémicos.

 En estudios epidemiológicos se ha encontrado que es tan frecuente en hombres como en mujeres y que es el absceso hepático más común en los países desarrollados.

Métodos diagnósticos

Un diagnóstico con alta probabilidad de ser correcto se logra cuando existe la sintomatología, las características imagenológicas y las pruebas serológicas positivas. Los métodos de diagnóstico utilizados son los siguientes:

Imaginológicos. La fluoroscopia revela inmovilidad diafragmática y elevación del hemidiafragma derecho. Esto último se comprueba con la radiografía simple, la cual puede demostrar igualmente hepatomegalia. Puede observarse el tamaño del absceso y la presencia de nivel líquido, en especial si se ha drenado y contiene aire (figura 2-23). El método más recomendado es la ecografía o ultrasonografía, la cual permite visualizar la localización y determinar el tamaño de los abscesos (figura 2-24). La gammagrafía, mediante isótopos radiactivos, permite localizar abscesos a partir de 2 cm de diámetro (figura 2-25). La tomografía axial computarizada (TAC) demuestra el contorno más nítido y, con medio de contraste intravenoso, muestra un halo hiperdenso en la periferia del absceso (figura 2-26). Este método y la resonancia magnética son los menos utilizados por su alto costo.


Figura 2-23. Absceso hepático, radiografía simple que muestra elevación del hemidiafragma y nivel líquido.

Cortesía del autor.


Figura 2-24. Absceso hepático, ecografía que muestra un gran absceso.

Cortesía: Dr. Enrique Prada. Medellín, Colombia.


Figura 2-25. Absceso hepático. Gammagrafía. Se observa la imagen de la lesión como una zona vacía alrededor del tejido hepático normal.

Cortesía: Dra. María Cristina Echeverri. Medicina Nuclear, Hospital San Vicente de Paúl. Medellín, Colombia.


Figura 2-26. Absceso hepático. TAC. Gran absceso en el lóbulo derecho.

Cortesía: Departamento de Radiología, Hospital San Vicente de Paúl, Medellín, Colombia.

Inmunológicos. El hallazgo de anticuerpos circulantes es constante en abscesos hepáticos amebianos, aparecen en suero entre los siete a 10 días de iniciado el absceso, aumentan rápidamente y permanecen por varios años. La prueba ELISA es la más utilizada, tiene una especificidad cercana al 100% y una sensibilidad de 90%. La contrainmunoelectroforesis (figura 2-27) y la difusión en agar son menos sensibles: 66% 84 y permanecen positivas por solo un año. Existe también la hemaglutinación indirecta 85 y las pruebas de aglutinación con látex, que identifican la enzima histolisina. La inmunofluorescencia se utiliza para detectar anticuerpos séricos o identificar parásitos en tejidos. Recientemente, se elaboraron antígenos purificados, nativos y recombinantes como los de la subunidad 170-kD de la lectina de adherencia inhibida por galactosa. Con estos antígenos, las pruebas tienen sensibilidad y especificidad de más de 95%.


Figura 2-27. Amebiasis invasiva.Contrainmunoelectroforesis con suero de dos pacientes. Nótese la banda de precipitado con reacción fuertemente positiva en uno y otra banda tenue de reacción débilmente positiva en el otro.

Original.

Parasitológicos. Consisten en la búsqueda de los trofozoítos de E. histolytica en el material del absceso, el cual es de un color chocolate característico y carece de olor. Este material se obtiene muy ocasionalmente cuando hay una fístula del absceso o cuando se obtiene por métodos quirúrgicos, inclusive la punción. El procedimiento más sencillo es hacer preparaciones en fresco del líquido recientemente obtenido para buscar los parásitos móviles. Son necesarios exámenes repetidos del material logrado por la punción y, si hay posibilidades de hacer cultivos para amebas, usar esas muestras para dicho fin. La presencia de trofozoítos no es constante, puesto que se destruyen en el material necrótico; aparecen más fácilmente cuando hay porciones procedentes de la periferia del absceso, donde los parásitos se multiplican activamente. Cuando se buscan insistentemente con coloraciones pueden identificarse los trofozoítos con mayor probabilidad.86 Nunca se encuentran quistes del parásito en los abscesos hepáticos. Las indicaciones para la punción son:

 Cuando no se observa mejoría clínica después de 72 horas de administrar un tratamiento antiamebiano adecuado.

 Cuando hay sospecha de causa mixta.

 Cuando el absceso es de gran tamaño en el lóbulo izquierdo.

 Cuando la serología para amebiasis es negativa y se desea identificar la bacteria.

 Para obtener pus para hacer la PCR.

Prueba de la PCR. Este método es útil para detectar E. histolytica, con alta sensibilidad y especificidad, en material obtenido del absceso hepático. La técnica de la PCR en tiempo real tiene mayor sensibilidad que la PCR convencional.12 Se puede hacer diagnóstico rápido mediante la PCR en el pus asociada al absceso y, asimismo, permite identificar infección bacteriana.87,88

Exámenes complementarios.

Hematológicos. El hemograma revela leucocitosis y neutrofilia medianas y sedimentación elevada. Este último hallazgo es muy constante. La presencia de anemia es frecuente.

Pruebas de funcionamiento hepático. No hay variaciones características, generalmente están en límites normales, aunque en casos avanzados se pueden aumentar la fosfatasa alcalina y las transaminasas. La bilirrubina habitualmente es normal y, a veces, hay reducción de la albúmina sérica.

Examen coprológico. La presencia o ausencia del parásito en el examen coprológico no contribuye al diagnóstico del absceso. En algunos casos E. histolytica, está presente en las materias fecales y coexistir con el absceso.

Epidemiología y prevención

La infección hepática se hace a partir de la amebiasis intestinal invasora por transporte de los trofozoítos por vía sanguínea. La frecuencia es tres a cuatro veces más en hombres que en mujeres.

No están esclarecidas las razones por las cuales se presenta el absceso en algunos pacientes. Es más común en países donde la amebiasis intestinal es importante causa de morbilidad y mortalidad. Existe paralelismo en la presencia de ambas enfermedades, pero con prevalencias muy diferentes. Entre los factores para que se produzca un absceso amebiano están: la deficiencia inmunitaria, la desnutrición, el alcoholismo, la diabetes; los corticosteroides, los otros inmunodepresores, los factores hormonales y, quizá, la mayor concentración de ferritina en este órgano dada la elevada utilización de hierro por E. histolytica.89 La frecuencia del absceso en hombres adultos es aproximadamente tres veces más que en mujeres adultas.27 Otros autores han encontrado una frecuencia entre siete y diez veces más en hombres que en mujeres.90 Las razones de esta diferencia por sexo se atribuyen a los efectos hormonales y al mayor consumo de alcohol en los hombres.91 Se presenta más comúnmente en la edad media de la vida, aunque puede verse en todas las edades, incluso en menores de un año. En los niños, la mortalidad es más alta que en los adultos, y la distribución por sexo no muestra diferencias importantes. En estudios de autopsias en zonas endémicas se ha encontrado la presencia de abscesos hepáticos amebianos entre el 0,2% y el 5%.27 La repetición del absceso hepático de origen amebiano es muy escasa. Es muy difícil establecer normas preventivas para el absceso hepático amebiano y únicamente podrán recomendarse las ya mencionadas para prevenir la amebiasis intestinal, la cual siempre es previa a la invasión hepática.

Tratamiento

Los medicamentos de elección son los 5-nitroimi-dazoles, los que actúan directamente sobre los trofozoítos de la pared del absceso y la duración del tratamiento es, generalmente, entre cinco y diez días. Rara vez se requiere intervención quirúrgica para drenar el absceso.

El tratamiento del absceso hepático amebiano se hace preferentemente por quimioterapia. Las punciones evacuantes y el drenaje quirúrgico tienen indicaciones muy específicas. La terapia antiamebiana no lleva pautas estrictas; debe cambiarse o alargarse, de acuerdo a las necesidades y a la gravedad del caso. Cuando la quimioterapia no resulta eficiente y el paciente empeora, se considera la ayuda del cirujano, el cual puede efectuar un procedimiento quirúrgico, pero siempre continuar con el tratamiento médico antiamebiano. Cuando falla la terapia antiamebiana se debe sospechar un absceso piógeno y cultivar el material necrótico, o instituir tratamiento con antibióticos.

Quimioterapia.

5-nitroimidazoles. Estos derivados son los medicamentos de elección y son muy efectivos; como medicamento único cura el 90% de los casos; el porcentaje restante requiere punción o cirugía.

 Metronidazol. Es el más antiguo y se utiliza en dosis de 30 a 50 mg/kg/día, vía oral, lo que equivale aproximadamente a 2 g diarios para adultos. La dosis diaria se fracciona en tres tomas administradas con las comidas. La duración del tratamiento es de cinco a diez días. Cuando no es posible utilizar la vía oral puede recurrirse al metronidazol inyectable. Se presenta al 5% para perfusión venosa, con 500 mg en 100 mL y 1.500 mg en 300 mL. La dosis es de 10 mg/kg para mayores de 12 años y 7,5 mg/kg para menores de esa edad, administrados cada ocho horas, durante cinco a diez días.

 Tinidazol. Se recomienda en dosis de 2 g diarios para adultos y de 50 a 60 mg/kg en niños en una sola toma después de la comida, durante tres a cinco días.92

 Secnidazol. Se usa en dosis de 500 mg tres veces al día durante cinco días; tiene igual efecto que le metronidazol.93 Las precauciones, los efectos colaterales, la toxicidad y otros datos sobre estos medicamentos se describen en el apartado de amebiasis intestinal.

Dehidroemetina. Es un amebicida de acción exclusivamente tisular, un compuesto sintético, administrado por vía muscular en dosis de 1 a 1,5 mg/kg/día por seis a diez días. Se presenta en ampollas de 30 mg en 1 mL y de 60 mg en 2 mL. En la actualidad, su consecución es difícil en algunos países. Puede causar efectos tóxicos cardiovasculares y neuromusculares. Solo debe usarse bajo estricto control médico en pacientes hospitalizados y está contraindicada en el embarazo. Cuando existe amebiasis intestinal debe agregarse el amebicida teclozán, de acción luminal. Por la toxicidad y las contraindicaciones se prefieren los antiamebianos orales. Este antiamebiano se ha combinado con metronidazol con buenos resultados.94 La dehidroemetina se ha discontinuado en algunos países.

Antibióticos. No es necesario usarlos de rutina, solo se usan en caso de una infección bacteriana sobreagregada y cuando no hay seguridad de la causa parasitaria o bacteriana.

Antiamebianos de acción luminal. El teclozán es un antiamebiano no absorbible y se recomienda si existe amebiasis intestinal concomitante. En algunos países se utiliza igualmente paromomicina y furoato de entamida, ya citados en la amebiasis intestinal.

Procedimientos quirúrgicos. De la punción evacuadora se abusa y, en algunas ocasiones, origina infecciones secundarias. Está indicada cuando hay persistencia o agravamiento de la sintomatología a pesar del tratamiento médico adecuado por más de cinco días y cuando los abscesos son de gran tamaño o existe peligro de ruptura. La punción se practica en la sala de cirugía y en condiciones que garanticen asepsia. La intervención quirúrgica se indica cuando la sintomatología persiste o aumenta después de los tratamientos mencionados y en casos graves, en los cuales hay sospecha de perforación del absceso.

OTRAS AMEBIASIS EXTRAINTESTINALES

La invasión amebiana a otros órganos diferentes al intestino y al hígado es poco frecuente y, cuando se presenta, hace parte de una amebiasis grave con localización múltiple, con excepción de algunos casos cutáneos o de mucosas, que pueden presentarse independientemente. Los mecanismos de diseminación son por contigüidad y vía hematógena. En el primer grupo están la mayoría de las amebiasis pleuropulmonares, pericárdicas, peritoneales, de piel y mucosas; y en el segundo, los casos de amebiasis cerebral, esplénica y renal.

Amebiasis pleuropulmonar

Se presenta como consecuencia de la ruptura de un absceso hepático amebiano a través del diafragma y rara vez por diseminación hematógena. La sintomatología consiste en tos, expectoración, dolor torácico, disnea, eliminación del contenido necrótico color chocolate por vía bronquial, fiebre, signos de derrame o consolidación pulmonar y mal estado general; algunas veces se asocia a la sintomatología de amebiasis hepática y raramente a colitis disentérica concomitante. Si el absceso se drena al exterior puede dar origen a una fístula y a amebiasis cutánea (figura 2-28). Es un proceso grave, de evolución rápida y, más que una forma clínica independiente, se considera como una complicación de amebiasis diseminada de mal pronóstico. En estudios de autopsias correspondientes a casos de amebiasis fatal, la invasión pleuropulmonar se encuentra aproximadamente en el 10%.95 El diagnóstico se confirma con pruebas serológicas, PCR y con la ocasional observación de trofozoítos de E. histolytica en el material necrótico. El tratamiento se hace de la misma forma que para el absceso hepático amebiano.


Figura 2-28. Úlcera de piel y tejidos subadyacentes. En el tórax se originó una fístula de amebiasis pleuropulmonar y se formó una lesión externa.

Cortesía: Orlando Díaz G., Bucaramanga, Colombia.

Amebiasis cutánea y de mucosas

En los casos avanzados de amebiasis intestinal aguda, en pacientes con muy poca higiene, comatosos y enfermos mentales, la rectitis amebiana puede diseminarse al ano y a la piel que lo rodea, con lo que se forman úlceras perianales o perineales (figura 2-29). Cuando estas úlceras avanzan pueden invadir los genitales o extenderse por los muslos. En caso de fistulización de un absceso amebiano, la piel puede infectarse en el lugar de salida; por este mecanismo se conocen casos de amebiasis cutánea en la piel del abdomen y el tórax. Como hallazgo excepcional, se ha descrito amebiasis cutánea en la nariz, las manos y los párpados. La úlcera amebiana de piel y mucosas se caracteriza por tener fondo húmedo, granuloso, necrótico y olor fétido, con bordes prominentes y enrojecidos. Es de evolución rápida, muy destructiva y puede simular una lesión carcinomatosa. La invasión de genitales masculinos o femeninos puede hacerse como consecuencia de prolongación de úlceras cutáneas de la piel contigua, por fístulas recto-vaginales o contaminación directa por contacto sexual, principalmente en homosexuales con mala higiene personal. Las úlceras son altamente destructivas e invasoras (figura 2-30).


Figura 2-29. Amebiasis. Úlcera perianal por amebas.

Original.


Figura 2-30. Amebiasis. Úlcera por amebas en pene.

Original.

El diagnóstico de estas formas externas de amebiasis es sencillo desde el punto de vista de laboratorio, puesto que en preparaciones en fresco se observan abundantes trofozoítos móviles. Las preparaciones coloreadas son útiles para confirmar la especie de ameba al observar con más detalle las características morfológicas. El tratamiento se basa en la utilización de antiamebianos de acción sistémica, dados por vía oral o parenteral. Si hay amebiasis intestinal asociada, este tratamiento se debe complementar con antiamebianos que actúen por contacto en la luz del colon. El uso de lavados con líquidos antisépticos contribuye a eliminar infecciones agregadas y material necrótico; en algunos casos se requieren antibióticos y tratamiento quirúrgico.

Absceso cerebral amebiano

Siempre es una localización amebiana secundaria, por diseminación hematógena, y usualmente hace parte de una amebiasis fatal. Los pocos casos conocidos son, en su mayoría, hallazgos de autopsias en pacientes que murieron de amebiasis sistémica y complicada como en la perforación por necrosis del colon y los abscesos hepáticos. En estudios post mórtem, en zonas endémicas de amebiasis, la localización cerebral es escasa, alrededor del 1% en casos de amebiasis fatal.96 La sintomatología es raramente reconocida, puesto que está enmascarada dentro de una enfermedad avanzada, usualmente fatal, que compromete muchos otros órganos. Los síntomas neurológicos son los correspondientes a una lesión cerebral destructiva, con manifestaciones de acuerdo a la localización. Existe lesión cerebral amebiana por amebas de vida libre, considerada bajo el título de meningoencefalitis amebiana primaria.

OTRAS AMEBAS

Como se explicó, existe una ameba morfológicamente igual a E. histolytica, llamada Entamoeba dispar, no patógena, que se diferencia de la primera únicamente por métodos inmunológicos. Cuando se hace el diagnóstico microscópico solamente, el resultado debe expresarse como E. histolytica/E. dispar. Asimismo, se conoce otra Entamoeba morfológicamente similar a las anteriores, que presenta quistes menores de 10 µm llamada Entamoeba hartmanni, la cual debe diferenciarse por medición de los quistes.

Otras amebas humanas no patógenas son: Entamoeba coli, Endolimax nana, Iodamoeba bütschlii y Entamoeba gingivalis. Las dos primeras son las más comunes, con prevalencias en zonas endémicas de aproximadamente el 40%. Las tres primeras son parásitos del colon y presentan quistes y trofozoítos. La última es de la boca y solo tiene trofozoítos. Algunos autores consideran que Dientamoeba fragilis es una ameba intestinal no patógena, mientras que otros le atribuyen la capacidad de producir diarrea, según se describió.

Entamoeba coli

El trofozoíto mide de 20 a 30 µm, posee endoplasma con gránulos gruesos, vacuolas y bacterias, pero sin eritrocitos. El ectoplasma origina seudópodos romos que aparecen simultáneamente en varias partes de la célula y le imprimen movimiento lento, muy limitado y sin dirección definida. El núcleo presenta un cariosoma grande y excéntrico, y cromatina alrededor de la membrana nuclear dispuesta en masas grandes e irregulares (figura 2-31). El prequiste es de tamaño similar al del trofozoíto, redondeado, sin las inclusiones antes mencionadas, con uno a dos núcleos y a veces una vacuola iodófila. El quiste redondeado o ligeramente ovoide, de 15 a 30 µm, tiene más de cuatro núcleos cuando está maduro; estos tienen las mismas características morfológicas descritas para el trofozoíto (figura 2-32). Al colorearlos se puede observar en algunos quistes los cuerpos cromatoidales delgados en formas de astilla, más frecuentes en los quistes inmaduros, en los cuales se puede observar una vacuola de glucógeno que se colorea con lugol. Los quistes se encuentran en el examen coprológico con mucha mayor frecuencia que los trofozoítos.

Endolimax nana

El trofozoíto mide entre 6 y 15 µm, y el endoplasma presenta vacuolas, bacterias y restos vegetales. Los seudópodos son pequeños, aparecen simultáneamente y en forma brusca; su desplazamiento es muy limitado. El núcleo presenta un cariosoma grande, que puede verse aun en preparaciones sin colorear o coloreadas. La cromatina de la membrana nuclear no existe o es muy pequeña (figura 2-33). El quiste mide de 5 a 10 µm, puede ser redondo u ovalado; cuando está maduro presenta cuatro núcleos que se observan como puntos brillantes (figura 2-34).


Figura 2-31. Entamoeba coli. Trofozoíto teñido con hematoxilina férrica. Se observan varios seudópodos y núcleo. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.


Figura 2-32. Entamoeba coli. Al lado izquierdo, quistes en fresco; y al derecho, quistes con lugol. Se observan más de 4 núcleos. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.


Figura 2-33. Endolimax nana. Trofozoíto con coloración tricrómica, cariosoma grande que llena casi todo el núcleo y no tiene cromatina periférica. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.


Figura 2-34. Endolimax nana. Quistes en una muestra de materias fecales con reactivo de MIF. Al lado izquierdo se observa un quiste con los 4 núcleos teñidos con lugol. Al lado derecho se aprecian 3 quistes que tienen varios núcleos. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.

Iodamoeba bütschlii

El trofozoíto mide de 8 a 20 µm y los seudópodos emergen lentamente, pueden ser romos o en forma de dedo, y le imprimen un movimiento muy lento. El endoplasma contiene bacterias y vacuolas, es notoria una gran vacuola de glucógeno que toma color café con el lugol y que se observa sin coloración como un espacio más claro. El núcleo generalmente no se observa en las preparaciones en fresco, cuando se colorea presenta un cariosoma central rodeado de gránulos y con fibrillas hacia la membrana nuclear, en la cual no se encuentra cromatina (figura 2-35). El quiste mide de 5 a 14 µm, algunas veces de forma irregular y tiene un solo núcleo grande con cariosoma excéntrico y gránulos en un solo lado, en forma de medialuna. Se observa una vacuola iodófila, la cual facilita la identificación (figura 2-36).


Figura 2-35. Iodamoeba bütschlii. Trofozoíto con coloración tricrómica Nótese la cromatina grande y la ausencia de vacuola. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.

Entamoeba gingivalis

El trofozoíto mide de 10 a 20 µm, posee un ectoplasma bien diferenciado que origina seudópodos grandes, los cuales le permiten buena motilidad. El endoplasma contiene gránulos, bacterias y un gran número de vacuolas. El núcleo esférico no se observa en fresco y es más pequeño que el de E. histolytica, pero con características morfológicas similares a esta. Los trofozoítos se localizan en las encías y en los espacios interdentales. Aunque pueden encontrarse en personas con buena higiene oral, es más frecuente cuando hay procesos inflamatorios como piorrea, caries y mal aseo dentario. La presencia de este parásito en las bolsas periodontales se correlaciona con la presencia de periodontitis.97 No se han descrito quistes, por lo cual la transmisión se hace por el paso directo de trofozoítos con la saliva (figura 2-37).


Figura 2-36. Iodamoeba bütschlii. Quistes con lugol. No se observan bien los núcleos, pero resalta la vacuola de glucógeno teñida por el yodo. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.


Figura 2-37. Entamoeba gingivalis. Trofozoíto coloreado con hematoxilina férrica en una muestra tomada entre los dientes y la encía. Tiene el núcleo característico del género Entamoeba, que está en la parte lateral izquierda; en el citoplasma se encuentran leucocitos ingeridos. Esta ameba no tiene quistes. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.

Dientamoeba fragilis

Ya se describió en este mismo capítulo con el título de Diarrea por Dientamoeba.

BIBLIOGRAFÍA

1. Lösch FA. Massenhafte Entwickelung von Amöben im Dickdarm. Virchow´s Archiv 1875; 65:196-211.

2. Pinilla AE, López MC, Viasus DF. Historia del protozoo Entamoeba histolytica. Rev Med Chile 2008; 136:118-24.

3. Cox FEG. The Wellcome Trust Illustrated History of Tropical Diseases. London: 1996. Am J Trop Med Hyg 1997; 56(1):116.

4. Pelletier J, Magendie F. Recherches chemies et physiologiques sur l´ipecacuanha. Ann Chimie Pysique 1817; 4 :172-85.

5. Faust EC. Some modern conceptions of amebiasis. Science. 1944 Jan 21;99(2560):45-51.

6. Boeck WC, Drbohlav J. The Cultivation of Endamoeba histolytica. Proc Natl Acad Sci U S A. 1925 May;11(5):235-8.

7. Diamond LS. Axenic cultivation of Entamoeba hitolytica. Science. 1961 Aug 4;134(3475):336-7.

8. Diamond LS, Clark CG. A redescription of Entamoeba histolytica Schaudinn, 1903 (Emended Walker, 1911) separating it from Entamoeba dispar Brumpt, 1925. J Eukaryot Microbiol. 1993 May-Jun;40(3):340-4.

9. Sargeaunt PG, Jackson TF, Wiffen S, Bhojnani R, Williams JE, Felmingham D, et al. The reliability of Entamoeba histolytica zymodemes in clinical laboratory diagnosis. Arch Invest Med (Mex). 1987 Apr-Jun;18(2):69-75.

10. Reed SL. New concepts regarding the pathogenesis of amebiasis. Clin Infect Dis. 1995 Oct;21 Suppl 2:S182-5.

11. Haque R, Ali IK, Akther S, Petri WA Jr. Comparison of PCR, isoenzyme analysis, and antigen detection for diagnosis of Entamoeba histolytica infection. J Clin Microbiol. 1998 Feb;36(2):449-52.

12. Fotedar R, Stark D, Beebe N, Marriott D, Ellis J, Harkness J. PCR detection of Entamoeba histolytica, Entamoeba dispar, and Entamoeba moshkovskii in stool samples from Sydney, Australia. J Clin Microbiol. 2007 Mar;45(3):1035-7.

13. Bracha R, Mirelman D. Virulence of Entamoeba histolytica trophozoites. Effects of bacteria, microaerobic conditions, and metronidazole. J Exp Med. 1984 Aug 1;160(2):353-68.

14. Gomes MA, Melo MN, Pena GP, Silva EF. Virulence parameters in the characterization of strains of Entamoeba histolytica. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 1997 Mar-Apr;39(2):65-9.

15. Muñoz Mde L, Moreno MA, Pérez-Garcia JN, Tovar GR, Hernandez VI. Possible role of calmodulin in the secretion of Entamoeba histolytica electron-dense granules containing collagenase. Mol Microbiol. 1991 Jul;5(7):1707-14.

16. Pillai DR, Kain KC. Recent developments in amoebiasis:the Gal/GalNAc lectins of Entamoeba histolytica and Entamoeba dispar. Microbes Infect. 2000 Nov;2(14):1775-83.

17. Guerrant RL, Brush J, Ravdin JI, Sullivan JA, Mandell GL. Interaction between Entamoeba histolytica and human polymorphonuclear neutrophils. J Infect Dis. 1981 Jan;143(1):83-93.

18. De León A. [Delayed prognosis in amebic hepatic abscess] [Artículo en español]. Arch Invest Med (Mex). 1970;1:Sup-pl:205-6.

19. Carrero JC, Cervantes-Rebolledo C, Aguilar-Díaz H, Díaz-Gallardo MY, Laclette JP, Morales-Montor J. The role of the secretory immune response in the infection by Entamoeba histolytica. Parasite Immunol. 2007 Jul;29(7):331-8.

20. Abd-Alla MD, Jackson TF, Rogers T, Reddy S, Ravdin JI. Mucosal immunity to asymptomatic Entamoeba histolytica and Entamoeba dispar infection is associated with a peak intestinal anti-lectin immunoglobulin A antibody response. Infect Immun. 2006 Jul;74(7):3897-903.

21. Pfaff AW, Kirch AK, Hoffmann WH, Banla M, Schulz-Key H, Geiger SM, et al. Regulatory effects of IL-12 and IL-18 on Onchocerca volvulus- and Entamoeba histolytica-specific cellular reactivity and cytokine profiles. Parasite Immunol. 2003 Jun;25(6):325-32.

22. Ravdin JI, Kelsall BL. Role of mucosal secretory immunity in the development of an amebiasis vaccine. Am J Trop Med Hyg. 1994;50(5 Suppl):36-41.

23. Stanley SL Jr. Progress towards an amebiasis vaccine. Parasitol Today. 1996 Jan;12(1):7-14.

24. Soong CJ, Kain KC, Abd-Alla M, Jackson TF, Ravdin JI. A recombinant cysteine-rich section of the Entamoeba histolytica galactose-inhibitable lectin is efficacious as a subunit vaccine in the gerbil model of amebic liver abscess. J Infect Dis. 1995 Mar;171(3):645-51.

25. Aristizábal H, Acevedo J, Botero M. Fulminant amebic colitis. World J Surg. 1991 Mar-Apr;15(2):216-21.

26. Duque O. Fatal amebiasis in tropical América. Internat Pathol 1969; 10:9-14.

27. Duque O. Amebiasis fatal en Colombia. Antioquia Med 1968; 18:783-808.

28. Bravo C, Duque O. Ameboma. Presentación de 26 casos. Antioquia Med 1965; 15:39-52.

29. Lin CC, Kao KY. Ameboma: a colon carcinoma-like lesion in a colonoscopy finding. Case Rep Gastroenterol. 2013 Oct 9;7(3):438-41.

30. Villegas-Betanzo P, Martínez-Jiménez MA, Guevara-Torres L, Quintero-Meza K, Sánchez-Aguilar M, Arriaga-Caballero JE. Ameboma: possible therapeutic decisions in an amebiasis-endemic region. Gastroenterol Hepatol. 2015 Jan;38(1):7-11.

31. Fonte-Galindo L, Sánchez-Valdés L, Fernández-Ferrer MA, Marín-Iglesia H, Montano-Goodridge I, Nuñez-Fernández FA. Sobrediagnóstico microscópico de amebiasis intestinal: evaluación de una intervención en la provincia de Cienfuegos. Rev Cuba Invest Biomed 2003;22(3):173-9.

32. Chacín-Bonilla L. An update on amebiasis. Rev Med Chil. 2013 May;141(5):609-15.

33. Otan E, Akbulut S, Kayaalp C. Amebic acute appendicitis: systematic review of 174 cases. World J Surg. 2013 Sep;37(9):2061-73.

34. Ito D, Hata S, Seiichiro S, Kobayashi K, Teruya M, Kaminishi M. Amebiasis presenting as acute appendicitis: Report of a case and review of Japanese literature. Int J Surg Case Rep. 2014;5(12):1054-7.

35. Bernal-Parra C, Zapata-Muñoz CT, Durango- Galván HE, Álvarez-Ruiz CM. Agentes etiológicos de diarrea en niños atendidos en la Unidad de Capacitación para el tratamiento de la diarrea del Hospital Universitario San Vicente de Paúl de Medellín. Infect 2002; 6(4):204-11.

36. Shah N, DuPont HL, Ramsey DJ. Global etiology of travelers’ diarrhea: systematic review from 1973 to the present. Am J Trop Med Hyg. 2009 Apr;80(4):609-14.

37. González-Ruiz A, Haque R, Aguirre A, Castañón G, Hall A, Guhl F, et al. Value of microscopy in the diagnosis of dysentery associated with invasive Entamoeba histolytica. J Clin Pathol. 1994 Mar;47(3):236-9.

38. Petri WA Jr, Singh U. Diagnosis and management of amebiasis. Clin Infect Dis. 1999 Nov;29(5):1117-25.

39. Visser LG, Verweij JJ, Van Esbroeck M, Edeling WM, Clerinx J, Polderman AM. Diagnostic methods for differentiation of Entamoeba histolytica and Entamoeba dispar in carriers: performance and clinical implications in a non-endemic setting. Int J Med Microbiol. 2006 Oct;296(6):397-403.

40. Mirelman D, Nuchamowitz Y, Stolarsky T. Comparison of use of enzyme-linked immunosorbent assay-based kits and PCR amplification of rRNA genes for simultaneous detection of Entamoeba histolytica and E. dispar. J Clin Microbiol. 1997 Sep;35(9):2405-7.

41. Guzmán C, López MC, Reyes P, Gómez JE, Corredor A, Agudelo C. Diferenciación de Entamoeba histolytica y Entamoeba dispar en muestras de materia fecal por detección de adhesina de E. histolytica mediante ELISA. Biomé- dica 2001; 21:167-71.

42. Haque R, Roy S, Siddique A, Mondal U, Rahman SM, Mondal D, et al. Multiplex real-time PCR assay for detection of Entamoeba histolytica, Giardia intestinalis, and Cryptosporidium spp. Am J Trop Med Hyg. 2007 Apr;76(4):713-7.

43. Stark D, van Hal SJ, Matthews G, Harkness J, Marriott D. Invasive amebiasis in men who have sex with men, Australia. Emerg Infect Dis. 2008 Jul;14(7):1141-3.

44. 44. Haque R, Mondal D, Kirkpatrick BD, Akther S, Farr BM, Sack RB, et al. Epidemiologic and clinical characteristics of acute diarrhea with emphasis on Entamoeba histolytica infections in preschool children in an urban slum of Dhaka, Bangladesh. Am J Trop Med Hyg. 2003 Oct;69(4):398-405.

45. Pinheiro SM, Carneiro RM, Aca IS, Irmão JI, Morais MA Jr, Coimbra MR, et al. Determination of the prevalence of Entamoeba histolytica and E. dispar in the pernambuco state of northeastern Brazil by a polymerase chain reaction. Am J Trop Med Hyg. 2004 Feb;70(2):221-4.

46. Chacín-Bonilla L. Amebiasis: aspectos clínicos, terapéuticos y de diagnóstico de la infección. Rev Med Chile 2013;141:609-15.

47. Gatti S, Swierczynski G, Robinson F, Anselmi M, Corrales J, Moreira J, et al. Amebic infections due to the Entamoeba histolytica-Entamoeba dispar complex: a study of the incidence in a remote rural area of Ecuador. Am J Trop Med Hyg. 2002 Jul;67(1):123-7.

48. Corredor A, Arciniegas E, Hernández CA. Parasitosis intestinal. Instituto Nacional de Salud, Bogotá, 2000.

49. Gallego ML, Gómez JE, Torres E, Lora F. Prevalencia de Entamoeba histolytica en asentamientos temporales post-terremoto de la ciudad de Armenia. Infectio 2003; 7(4):190-4.

50. Samie A, Barrett LJ, Bessong PO, Ramalivhana JN, Mavhandu LG, Njayou M, et al. Seroprevalence of Entamoeba histolytica in the context of HIV and AIDS: the case of Vhembe district, in South Africa’s Limpopo province. Ann Trop Med Parasitol. 2010 Jan;104(1):55-63.

51. Abdollahi A, Saffar H, Saffar H, Sheikhbahaei S, Rasoulinejad M. Is the evaluation of Entamoeba histolytica infection in HIV-positive patients of any clinical significance? Acta Med Iran. 2015;53(1):46-50.

52. Atías A, Sapunar J. Parodi V, Pérez C, Gabor M, Stagno S, et al. Tratamiento de la amebiasis intestinal crónica con Teclozán. Bol Chil Parasitol 1972; 27(3):119-21.

53. Zuluaga H, Botero D, Vélez H, Castaño A. Estudios terapéuticos y quimioprofilácticos con la droga antiamibiana Win-13.146. Antioquia Med 1971; 21:559-74.

54. Johnson PJ. Metronidazole and drug resistance. Parasitol Today. 1993 May;9(5):183-6.

55. Spillmann R, Ayala SC, Sanchez CE. Double-blind test of metronidazole and tinidazole in the treatment of asymptomatic Entamoeba histolytica and Entamoeba hartmanni carriers. Am J Trop Med Hyg. 1976 Jul;25(4):549-51.

56. Kauser H, Qadir M, Anwar W. Ocular side effect of tinidazole: a rare case report. J Family Med Prim Care. 2014 Oct-Dec;3(4):467-9.

57. Botero D. An overview of the clinical experience of secnidazole in giardiasis and amoebiasis. Drug Invest 1994; 8 (Suppl 1):47-52.

58. Restrepo M, Díaz T, Cuervo C. Valoración de la eficacia y tolerancia del Secnidazol a dosis única en niños con Amebiasis Intestinal Sintomática. Medicina UPB 1996; 15:59-65.

59. Fonte-Galindo L, Fernández-Ferrer M de L, Sánchez-Valdés L, Marín-Iglesias H, Montano-Goodridge I, Maestre-Mesa J. Eficacia antiamebiana del metronidazol demostrada en un estudio realizado en la provincia de Cienfuegos. Rev Cubana Med Trop 2002; 54:101-5.

60. Belkind-Valdovinos U, Belkind-Gerson J, Sánchez.Francia D, Espinoza-Ruiz MM, Lazcano-Ponce L. Evaluación de la nitazoxanida en dosis única y por tres días en parasitosis intestinal. Salud Publ México 2004;46(3):333-40.

61. Rossignol JF, Kabil SM, El-Gohary Y, Younis AM. Nitazoxanide in the treatment of amoebiasis. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2007 Oct;101(10):1025-31.

62. Windsor JJ, Macfarlane L. Irritable bowel syndrome: the need to exclude Dientamoeba fragilis. Am J Trop Med Hyg. 2005 May;72(5):501.

63. Stensvold CR, Arendrup MC, Mølbak K, Nielsen HV. The prevalence of Dientamoeba fragilis in patients with suspected enteroparasitic disease in a metropolitan area in Denmark. Clin Microbiol Infect. 2007 Aug;13(8):839-42.

64. Nagata N, Marriott D, Harkness J, Ellis JT, Stark D. Current treatment options for Dientamoeba fragilis infections. Int J Parasitol Drugs Drug Resist. 2012 Sep 3;2:204-15.

65. De Jong MJ, Korterink JJ, Benninga MA, Hilbink M, Widdershoven J, Deckers-Kocken JM. Dientamoeba fragilis and chronic abdominal pain in children: a case-control study. Arch Dis Child. 2014 Dec;99(12):1109-13.

66. Cacciò SM, Sannella AR, Manuali E, Tosini F, Sensi M, Crotti D, et al. Pigs as natural hosts of Dientamoeba fragilis genotypes found in humans. Emerg Infect Dis. 2012 May;18(5):838-41.

67. Tshalaia LE. On a species of Entamoeba detected in sewage effluents. Med Parazit (Moscow) 1941;10:244-52.

68. Dreyer DA. Growth of a strain of Entamoeba histolytica at room temperature. Tex Rep Biol Med. 1961;19:393-6.

69. Clark CG, Diamond LS. The Laredo strain and other ‘Entamoeba histolytica-like’ amoebae are Entamoeba moshkovskii. Mol Biochem Parasitol. 1991 May;46(1):11-8.

70. Haque R, Faruque AS, Hahn P, Lyerly DM, Petri WA Jr. Entamoeba histolytica and Entamoeba dispar infection in children in Bangladesh. J Infect Dis. 1997 Mar;175(3):734-6.

71. Ali IK, Hossain MB, Roy S, Ayeh-Kumi PF, Petri WA Jr, Haque R, et al. Entamoeba moshkovskii infections in children, Bangladesh. Emerg Infect Dis. 2003 May;9(5):580-4.

72. Zebardast N, Haghighi A, Yeganeh F, Seyyed Tabaei SJ, Gharavi MJ, Fallahi S, et al. Application of Multiplex PCR for Detection and differentiation of Entamoeba histolytica, Entamoeba dispar and Entamoeba moshkovskii. Iran J Parasitol. 2014 Oct-Dec;9(4):466-73.

73. Burrows RB. Morphological differentiation of Entamoeba hartmanni and E. polecki from E. histolytica. Am J Trop Med Hyg. 1959 Sep;8:583-9.

74. Desowitz RS, Barnish G. Entamoeba polecki and other intestinal protozoa in Papua New Guinea Highland children. Ann Trop Med Parasitol. 1986 Aug;80(4):399-402.

75. Chacín-Bonilla L. Entamoeba polecki: human infections in Venezuela. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1992 Nov-Dec;86(6):634.

76. Santos HL, Bandyopadhyay K, Bandea R, Peralta RH, Peralta JM, Da Silva AJ. LUMINEX®: a new technology for the simultaneous identification of five Entamoeba spp. commonly found in human stools. Parasit Vectors. 2013 Mar 15;6:69.

77. Royer TL, Gilchrist C, Kabir M, Arju T, Ralston KS, Haque R, et al. Entamoeba bangladeshi nov. sp., Bangladesh. Emerg Infect Dis. 2012 Sep;18(9):1543-5.

78. Gilchrist CA. Entamoeba bangladeshi: An insight. Trop Parasitol. 2014 Jul;4(2):96-8.

79. Misra SP, Misra V, Dwivedi M. Ileocecal masses in patients with amebic liver abscess: etiology and management. World J Gastroenterol. 2006 Mar 28;12(12):1933-6.

80. Bravo C. Absceso hepático. Estudio de 122 casos comprobados. I. Presentación de 100 casos en adultos. Antioquia Med 1964; 14:681-722.

81. Bravo C. Absceso hepático. Estudio de 122 casos comprobados. II. Presentación de 22 casos en niños. Antioquia Med 1965; 15:427-48.

82. Mondragón-Sanchez R, Cortés-Espinoza T, Alonzo-Fierro Y, Labra-Villalobos MI, Bernal Maldonado R. Amebic liver abscess “a 5 year Mexican experience with a multimodality approach”. Hepatogastroenterology. 1995 Sep-Oct;42(5):473-7.

83. Johnson JL, Baird JS, Hulbert TV, Opas LM. Amebic liver abscess in infancy: case report and review. Clin Infect Dis. 1994 Oct;19(4):765-7.

84. Restrepo MI, Restrepo Z, Elsa Villareal CL, Aguirre A, Restrepo M. Diagnostic tests for amoebic liver abscess: comparison of enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) and counterimmunoelectrophoresis (CIE). Rev Soc Bras Med Trop. 1996 Jan-Feb;29(1):27-32.

85. Stark D, Fotedar R, van Hal S, Beebe N, Marriott D, Ellis JT, et al. Prevalence of enteric protozoa in human immunodeficiency virus (HIV)-positive and HIV-negative men who have sex with men from Sydney, Australia. Am J Trop Med Hyg. 2007 Mar;76(3):549-52.

86. Mokhtari M, Kumar PV. Amebic liver abscess: fine needle aspiration diagnosis. Acta Cytol. 2014;58(3):225-8.

87. Vallois D, Epelboin L, Touafek F, Magne D, Thellier M, Bricaire F, et al. Amebic liver abscess diagnosed by polymerase chain reaction in 14 returning travelers. Am J Trop Med Hyg. 2012 Dec;87(6):1041-5.

88. Jaiswal V, Ghoshal U, Baijal SS, Mittal B, Dhole TN, Ghoshal UC. Evaluation of antigen detection and polymerase chain reaction for diagnosis of amoebic liver abscess in patients on anti-amoebic treatment. BMC Res Notes. 2012 Aug 7;5:416.

89. Chen HL, Bair MJ, Lin IT, Wu CH, Lee YK. Clinical manifestation and risk factors of amebic liver abscess in Southeast Taiwan compared with other regions of Taiwan. Am J Trop Med Hyg 2013 Dec 4;89(6):1214-8.

90. Acuna-Soto R, Maguire JH, Wirth DF. Gender distribution in asymptomatic and invasive amebiasis. Am J Gastroenterol. 2000 May;95(5):1277-83.

91. Stanley SL Jr. Amoebiasis. Lancet. 2003 Mar 22;361(9362):1025-34.

92. Quaderi MA, Rahman MS, Rahman A, Islam N. Amoebic liver abscess and clinical experiences with tinidazole in Bangladesh. J Trop Med Hyg. 1978 Jan;81(1):16-9.

93. Bhatia S, Karnad DR, Oak JL. Randomized double-blind trial of metronidazole versus secnidazole in amebic liver abscess. Indian J Gastroenterol. 1998 Apr;17(2):53-4.

94. Jain NK, Madan A, Sharma TN, Sharma DK, Mandhana RG. Hepatopulmonary amoebiasis. Efficacy of various treatment regimens containing dehydroemetine and/or metronidazole. J Assoc Physicians India. 1990 Apr;38(4):269-71.

95. Echegoyen-Carmona R, Medina-Morales F, Chavarría-Garcés J, Flórez-Vergara H. Complicaciones pleuropulmonares del absceso hepático amibiano. Acta Méd 1996;31:23-4.

96. Haque R, Huston CD, Hughes M, Houpt E, Petri WA Jr. Amebiasis. N Engl J Med. 2003 Apr 17;348(16):1565-73.

97. Bonner M, Amard V, Bar-Pinatel C, Charpentier F, Chatard JM, Desmuyck Y, et al. Detection of the amoeba Entamoeba gingivalis in periodontal pockets. Parasite 2014;21:30. Doi: 10.1051/parasite/2014029.


3 Otras protozoosis intestinales

GIARDIASIS

Esta parasitosis producida por Giardia duodenalis (G. intestinalis o G. lamblia) es predominante en niños y presenta, en la actualidad, una prevalencia creciente en países tropicales y no tropicales.

Historia

Giardia fue el primer protozoo parásito visto en 1681 por Antony van Leeuwnhoeck, el inventor del microscopio. La importancia médica se demostró 178 años más tarde, cuando se detectó nuevamente el parásito en la materia fecal de un niño asintomático.

El primer protozoo parásito fue visto en 1681 por Anthony van Leeuwenhoek, a través de su rudimentario microscopio, en una muestra de su propia materia fecal, el cual correspondió al flagelado Giardia. Este hallazgo se comunicó en una carta a la Sociedad Real de Londres, pero fue descrito como protozoo de vida libre.1 El protozoo no tuvo trascendencia para la medicina en esa época y fue necesario que lo redescubriera el profesor de anatomía patológica checo: Vilém Lambl, de la Universidad de Praga, quien, 178 años después (1859), vio el protozoo en la materia fecal gelatinosa de un niño. De ese hallazgo, el investigador hizo dos publicaciones e ilustró sus informes con varios dibujos de trofozoítos y quistes. Los comparó con renacuajos y les dio el nombre de Cercomonas intestinalis.2 Grassi (1879) encontró los mismos parásitos en ratones, y Blanchard (1885) observó parásitos similares en renacuajos, los cuales llamó Giardia agilis. El género fue puesto en honor del zoólogo Alfred Giard, quien nada tuvo que ver con el parásito. Blanchard, en el mismo año, reconoció a Lambl como el descubridor y lo denominó Lamblia intestinalis. Stiles (1915) juntó los dos nombres y los llamó Giardia lamblia.3 La controversia persistió hasta 1952, cuando Filice4 propuso los nombres de Giardia intestinalis y Giardia duodenalis. Actualmente, lo más aceptado es Giardia duodenalis.

Agente causal

El parásito es un protozoo flagelado y, en los últimos años, se han descrito varios genotipos con capacidad patógena diferente en el humano y en los animales.

El trofozoíto de G. duodenalis tiene forma piriforme y, en la parte anterior, posee dos núcleos que se unen entre sí en el centro con la apariencia de anteojos. Mide aproximadamente 15 µm de longitud y 7 µm de ancho. Posee una cavidad o ventosa que ocupa la mitad anterior de su cuerpo, la cual utiliza para fijarse a la mucosa intestinal. Posee en su diámetro longitudinal y en la parte central, una barra doble o axostilo, de cuyo extremo anterior emergen cuatro pares de flagelos: uno anterior, dos laterales y otro posterior. El axostilo es atravesado en el centro por dos estructuras en forma de coma, llamadas cuerpos parabasales. Los dos núcleos poseen nucléolos centrales y están unidos entre sí por los rizoplastos, que terminan en el extremo anterior del axostilo en dos órganos puntiformes llamados blefaroplastos (figura 3-1). El trofozoíto puede trasladarse con movimiento lento, vibratorio y rotatorio, lo cual permite observar la cavidad correspondiente a la ventosa o disco suctorio. En la fotografía electrónica de barrido (figura 3-2) se observan muy bien el disco y los flagelos. El quiste es ovalado, con doble membrana, de dos a cuatro núcleos y algunas de las estructuras descritas para el trofozoíto, de las cuales es notorio el axostilo. El tamaño promedio es de 10 µm de longitud (figura 3-3). Existen dos genotipos principales que afectan al ser humano: el genotipo A, que se subdivide en A-1 y A-2; y el genotipo B, del cual hay, en Colombia, los subgenotipos B3 y B4. El genotipo B elimina mayor cantidad de quistes y parece tener mayor patogenicidad en los humanos. El genotipo A es el responsable de la mayoría de las infecciones en humanos y perros de América. Existen otros genotipos en animales: C, D, E, F, G.5-10 La comparación de los tamaños de los protozoos intestinales se muestra en la figura 3-4.


Figura 3-1. Giardia duodenalis (G. lamblia). Trofozoíto, coloración tricrómica.

Cortesía: Oscar Vanparis, Jansssen, Bélgica.

Ciclo de vida

La transmisión se hace de persona a persona o de animales reservorios a personas, siempre a través de quistes procedentes de materias fecales.

Los trofozoítos se localizan en el intestino delgado, fijados a la mucosa, principalmente en el duodeno. Allí se multiplican por división binaria y los que caen a la luz intestinal originan los quistes. Estos últimos son eliminados con las materias fecales y pueden permanecer viables en el suelo húmedo o en el agua por varios meses. Infectan por vía oral y después de ingeridos resisten la acción del jugo gástrico y se rompen en el intestino delgado para originar cuatro trofozoítos por cada quiste (figura 3-5). Los trofozoítos no son infectantes cuando ingresan por vía oral. Cuando son eliminados en las heces diarreicas mueren en el exterior. La infección es, principalmente, de persona a persona, pero algunos animales como los perros, los gatos, los castores y los rumiantes pueden ser reservorios de G. duodenalis y, por consiguiente, generan infección en los humanos, en cuyo caso, esta parasitosis se puede considerar como una zoonosis.


Figura 3-2. Giardia. Trofozoíto al microscopio electrónico de barrido.

Cortesía: Bibiana Chávez, Departamento de Patología Experimental. Centro de Investigaciones y Estudios Avanzados, México.


Figura 3-3. Giardia duodenalis. Quistes coloreados con lugol. La barra de la foto mide 10 micras.

Cortesía: OMS.


Figura 3-4. Protozoos intestinales diferentes de amebas: 1. Balantidium coli. a. Trofozoíto; b. Quiste. 2. Giardia duodenalis. a. Trofozoíto; b. Quiste. 3. Chilomastix mesnili. a. Trofozoíto; b. Quiste. 4. Trichomonas: a. y b. Trofozoítos. 5. Cystoisospora belli. a. Ooquiste inmaduro; b. Ooquiste maduro.


Figura 3-5. Ciclo de vida. 1. La infección se adquiere a través de alimentos, agua y manos contaminadas. 2. Los parásitos se multiplican en el intestino y se eliminan con las materias fecales. 3. Las heces positivas contaminan el medio externo. 4. Las formas infectantes están constituidas por quistes: a. Giardia; b. amebas; c. Iodamoeba; d. Chilomastix; e. Trichomonas, no forman quistes; f. Balantidium; g. Endolimax; h. Cystoisospora. 5. Las hortalizas regadas con aguas contaminadas son importantes fuentes de infección. 6. Los alimentos crudos, el agua sin hervir, los artrópodos y las manos sucias son vehículos infectantes.

Patología y patogenia

Afecta principalmente el intestino delgado, en donde inflama la mucosa y altera la absorción de nutrientes.

El principal mecanismo de acción patógena en giardiasis se debe a la acción de los parásitos sobre la mucosa del intestino delgado, principalmente del duodeno y del yeyuno (figuras 3-6 y 3-7). Esta acción se hace por fijación de los trofozoítos por medio de la ventosa y causa inflamación catarral. La enfermedad principal se encuentra en infecciones masivas, en cuyo caso, la barrera mecánica creada por los parásitos y la inflamación intestinal pueden producir un síndrome de malabsorción. En estos casos, las vellosidades intestinales están atrofiadas, hay inflamación de la lámina propia y alteraciones morfológicas de las células epiteliales (figura 3-8). Las pruebas de absorción de vitaminas A y B12 y de la D-xilosa están alteradas. Se relaciona la patología de esta parasitosis con la presencia de hipogammaglobulinemia, esencialmente la deficiencia de inmunoglobulina (Ig) A secretoria. Algunos casos de giardiasis graves se asocian con la presencia de hiperplasia nodular linfoide en intestino delgado y grueso.11,12 No se acepta que haya invasión a las vías biliares y, por consiguiente, no es correcto atribuirle enfermedad hepatobiliar a esta parasitosis.


Figura 3-6. Giardia. Vista ventral y dorsal de trofozoítos en el microscopio de barrido. Obsérvese la marca dejada sobre la mucosa por la ventosa del trofozoíto.

Tomada de: Owen RL, Nemanic PC, Stevens DP. Ultrastructural observations on giardiasis in a murine model. I. Intestinal distribution, attachment, and relationship to the immune system of Giardia muris. Gastroenterology. 1979 Apr; 76(4): 757-69.


Figura 3-7. Giardia. Acúmulo de trofozoítos en la base de una vellosidad intestinal. Microscopio de barrido.

Tomada de: Owen RL, Nemanic PC, Stevens DP. Ultrastructural observations on giardiasis in a murine model. I. Intestinal distribution, attachment, and relationship to the immune system of Giardia muris. Gastroenterology. 1979 Apr; 76(4): 757-69.


Figura 3-8. Giardiasis. Corte histológico que muestra las vellosidades romas y una intensa inflamación en el intestino, en un paciente sintomático con malabsorción.

Cortesía: Pathology of Tropical and Extraordinary Diseases. AFIP75-2969-9.

Mecanismos de la sintomatología. La sintomatología de la giardiasis, principalmente la diarrea, tiene mecanismos multifactoriales que se pueden dividir en dos grupos.

Lesiones de la mucosa. La alteración de las vellosidades intestinales puede ser por atrofia e inflamación con aumento de linfocitos o por la presencia de productos secretores y excretores de los parásitos que lesionan los enterocitos.

Factores luminales. Pueden dividirse en dos grupos: aumento de la flora bacteriana, con capacidad de desdoblar las sales biliares y dificultar la absorción; y disminución de enzimas (disacaridasa, tripsina y lipasa), que aumentan la eliminación de grasa y contribuyen a la malabsorción de electrólitos, solutos y agua.13

Inmunidad

Las infecciones repetidas en la niñez producen anticuerpos protectores. Los adultos de zonas no endémicas son más susceptibles a la infección que los que viven en zonas endémicas. Existe una vacuna comercial para giardiasis de perros y gatos, pero no para humanos.

Hallazgos inmunológicos. La inmunidad en la giardiasis se ha estudiado mucho en los últimos años por ser una parasitosis en aumento en todo el mundo y por la facilidad de estudiar modelos animales en el laboratorio. Se pueden dividir en dos grupos los principales hallazgos inmunológicos en esta parasitosis

Hallazgos clínicos.

 La prevalencia en zonas endémicas es dos a tres veces mayor en niños que en adultos, atribuible a la adquisición de anticuerpos protectores por infecciones repetidas.

 La prevalencia y la sintomatología son mayores en adultos extranjeros que visitan zonas endémicas, en comparación con adultos nativos de la región.

 Pacientes con hipogammaglobulinemia e hipoclorhidria presentan mayor frecuencia de giardiasis y mayor sintomatología.

 Se pueden detectar anticuerpos circulantes en pacientes infectados, los cuales se mantienen hasta por seis meses después de curada la parasitosis. En estos pacientes, la IgE total en suero está aumentada.

 En zonas endémicas, los niños alimentados con leche materna presentan menor prevalencia y menor sintomatología debido a los anticuerpos transmitidos por la madre.

Hallazgos experimentales.

 Modelos animales se infectan con mayor facilidad cuando son atímicos y cuando se tratan con medicamentos inmunosupresores.

 Ratones infectados experimentalmente con Giardia muris adquieren inmunidad protectora sólida. En ellos, se detectan anticuerpos IgA en secreciones mucosas, leche y saliva. Los ratones con deficiencia de células B no desarrollan IgA en la mucosa intestinal y persisten con la infección por Giardia lamblia.14

 Existe, en algunos países, una vacuna comercial para giardiasis de perros y gatos, con la cual los animales que adquieren la infección tienen menos sintomatología y eliminan menos quistes que los no vacunados. Estos resultados sugieren que podría desarrollarse una vacuna para humanos, de utilidad en niños en zonas con alta endemicidad.15,16

Manifestaciones clínicas

En zonas endémicas, la mitad de las personas con el parásito son asintomáticas. Los síntomas son, básicamente, dolor abdominal difuso y diarrea. En las formas crónicas se presenta síndrome de malabsorción.

Infección asintomática. Hemos encontrado que, en niños escolares de zonas endémicas pobres en Colombia, el 50% de los que tienen quistes de Giardia en el examen coprológico no presentan síntomas.17 Los adultos, en general, son más frecuentemente asintomáticos que los niños. En las personas con esta parasitosis en zonas endémicas, la presencia de sintomatología y la intensidad de los síntomas son menores que en visitantes de zonas no endémicas que padecen la giardiasis.

Giardiasis aguda. Es más común en viajeros no inmunes, los cuales se infectan al llegar a zonas endémicas y presentan, aproximadamente una a dos semanas después de su llegada, diarrea acuosa que puede cambiar a esteatorrea con heces lientéricas de olor muy fétido, náuseas, distensión abdominal con dolor, vómito y, ocasionalmente, pérdida de peso.18 Una característica de la diarrea de los viajeros debida a Giardia es que dura de dos a cuatro semanas y se acompaña de pérdida de peso en más de la mitad de los casos.19 En estos casos debe confirmarse la parasitosis por examen coprológico, puesto que existen otras causas que producen la diarrea del viajero. Esta forma aguda se presenta, algunas veces, en zonas endémicas, principalmente en niños.20

Giardiasis crónica. Aproximadamente del 30% al 50% de los casos sintomáticos se convierten en crónicos. En estos, la diarrea persiste por mayor tiempo o se presentan heces blandas, dolor abdominal, náuseas, vómito, flatulencia, pérdida de peso, malestar, fatiga y deficiencias nutricionales en niños, con efectos adversos en el crecimiento. Se observa malabsorción de carbohidratos, grasas, vitaminas y pérdida de proteínas, lo cual produce desnutrición y anemia. Esta forma crónica de giardiasis es más intensa en pacientes de países desarrollados. Los niños de zonas endémicas raramente o nunca presentan estas características de la enfermedad.21,22

Complicaciones

En niños con giardiasis crónica se describe, con alguna frecuencia, el síndrome de malabsorción acompañado de pérdida de peso.23 La presencia de giardiasis crónica en niños causa retardo en el crecimiento y en el aumento de peso.21 Sin embargo, otros estudios confirman esa correlación.24

Diagnóstico

No es posible hacer un diagnóstico clínico acertado; por lo tanto, se requiere identificar el parásito o sus antígenos. Los trofozoítos se pueden encontrar en el líquido duodenal o en materias fecales diarreicas, y los quistes en las sólidas.

El diagnóstico clínico diferencial se hace con otras enfermedades que producen diarrea y malabsorción, pero un diagnóstico seguro realiza únicamente con la identificación del parásito o sus antígenos.

Parásitos en materia fecal. La identificación de los quistes en solución salina o lugol es el hallazgo más frecuente en heces pastosas o duras. En casos con diarrea, el examen coprológico en solución salina permite observar los trofozoítos móviles con la típica muesca correspondiente a la ventosa, pero este hallazgo es poco frecuente, puesto que solo aparecen en heces líquidas en casos de giardiasis aguda. Debido a que la eliminación de los parásitos no es constante y la cantidad de estos en la materia fecal varía mucho, se recomienda hacer varios exámenes coprológicos en días diferentes y usar métodos de concentración solo en heces pastosas o duras para buscar quistes.

Parásitos en líquido duodenal. En algunos países se usa la cápsula de Beal o Enterotest®, que consiste en una cuerda de nylon enrollada en una cápsula de gelatina (ver el capítulo 18: Técnicas de Laboratorio, estudio de líquido duodenal). Este procedimiento, requiere ayuno de más de cuatro horas y su sensibilidad no es mayor del 50%. El estudio microscópico del líquido duodenal obtenido por sondaje para identificar Giardia, Strongyloides y otros parásitos solo se justifica cuando la muestra se obtiene para otro fin, pero no debe hacerse el sondaje únicamente para buscar parásitos.25

Antígeno en materia fecal. El método ELISA, con el uso de anticuerpos monoclonales o policlonales, es recomendable para el diagnóstico, con una sensibilidad y una especificidad mayores del 90%. En Colombia, el Instituto Nacional de Salud (INS) desarrolló una prueba de ELISA con anticuerpos policlonales, con la cual obtuvo una sensibilidad del 100% y una especificidad del 95%.26 Existen estuches comerciales como la prueba rápida para Giardia (ProsSpect® Giardia Rapid Assay Alexon Inc, Mountain View, California), la cual tiene un costo elevado, lo que debe tenerse en cuenta en pacientes de bajos recursos. La eficacia es superior a un examen coprológico y es comparable a la obtenida en dos exámenes en días diferentes con métodos de concentración y observación microscópica prolongada. Existe, igualmente, un método fluorescente: Merifluor Assay® (Meridian Diagnostics, Cincinati, Ohio, EE.UU.) y un procedimiento por medio de cromatografía, que es rápido y con buena sensibilidad y especificidad (ColorPac Giardia/ Cryptosporidium de Becton Dickinson).

Estudio por reacción en cadena de la polimerasa (PCR, por su sigla en inglés). Esta prueba molecular es usada con frecuencia en países desarrollados, pero poco en América Latina. Este método hace el diagnóstico de giardiasis del 76% al 80% de casos en los cuales el estudio microscópico reveló 13%.9 Con el uso de la PCR en tiempo real en animales de haciendas y en humanos se obtuvo el diagnóstico y estudio de genotipo con alta especificidad y sensibilidad.27

Anticuerpos en el suero. Pueden identificarse anticuerpos IgM en infecciones actuales, aunque no se usan como procedimiento diagnóstico de rutina. Los anticuerpos IgG se mantienen hasta por seis meses después de desaparecida la giardiasis y su búsqueda en suero solo es útil en estudios epidemiológicos.

Otros procedimientos. Ocasionalmente, se identifican los parásitos en biopsias de tejido intestinal. Es posible detectar antígenos por métodos inmunológicos y de biología molecular como la PCR y las sondas genéticas.28,29

Epidemiologia y prevención

El método de transmisión más frecuente es a través de alimentos o aguas contaminadas con materias fecales que tengan quistes procedentes de humanos o animales. Se considera que es el parásito intestinal patógeno más frecuente en el mundo. Las reinfecciones son frecuentes.

Diseminación. La giardiasis se transmite mediante la ingestión de los quistes, que son infectantes tan pronto salen en las materias fecales. Su diseminación se hace por cuatro mecanismos de transmisión:

Persona a persona. Sucede principalmente a través de las manos contaminadas con materias fecales, lo cual ocurre frecuentemente en escuelas, guarderías y en el ambiente familiar. Este tipo de transmisión igualmente sucede por prácticas en homosexuales hombres.30,31

Por agua. Esta es la principal fuente de endemias y epidemias de giardiasis. Las aguas profundas son más seguras, mientras que la transmisión es más posible por arroyos en el campo, tanques y acueductos rurales contaminados principalmente por las aguas que arrastran materias fecales de la tierra. Lo mismo ocurre en irrigaciones con aguas negras o abono con materia fecal. Asimismo, puede haber transmisión en las piscinas contaminadas. La concentración de cloro usada normalmente en las piscinas y acueductos no destruye los quistes.32,33

Por alimentos. Los manipuladores de alimentos infectados por este parásito pueden transmitirlo a través de las manos a los alimentos crudos. Lo mismo pasa con los alimentos contaminados con aguas que tengan los quistes. La cocción destruye los quistes.34,35

Por reservorios animales. Se cree que los castores pueden ser causa de infecciones por ingestión de agua contaminada con materias fecales de estos animales.36 El hallazgo de perros infectados con genotipos zoonóticos sustentan su función como fuentes potenciales de infección por Giardia que son infectantes para el hombre; en un estudio de perros en Tailandia se encontró una prevalencia de 56,8%.37

Incidencia y prevalencia

En general, la frecuencia de Giardia es más alta que la de Entamoeba histolytica y se considera que es el parásito intestinal más frecuente en el mundo y viene en aumento, en especial, en niños, inmunodeprimidos y viajeros. Esta parasitosis intestinal ha aumentado en los últimos años en los países desarrollados, debido a la frecuencia de viajeros a zonas endémicas, por lo cual se considera una de las causas de la diarrea de los viajeros y en niños adoptados procedentes de países tropicales.19,38,39

Esta parasitosis tiene una distribución geográfica mundial con predominio en países subdesarrollados. Su prevalencia llega hasta el 57%.34,40 En los Estados Unidos, la incidencia de giardiasis fue de 5,8 por cada 100.000 habitantes en 2012; la mayorías de ellos en niños de uno a cuatro años.41 En niños de ascendencia indígena, entre los 13 y 84 meses, en Amazonas y Brasil, se encontró la giardiasis entre el 20% y el 34,8%.42 En Perú, en pacientes con VIH y diarrea, el 47,5% fueron positivos para parásitos intestinales, de los cuales el 8,3% tenían Giardia.43 En niños preescolares y escolares de una zona rural de Colombia, entre 1995 y 2005, se encontró prevalencia de giardiasis del 13,6% al 15,16%.44 En Armenia, Colombia, la prevalencia en niños de 3 a 13 años, alojados en asentamientos temporales después de un terremoto que destruyó el 70% de las viviendas, fue del 65%, lo cual hace considerar esta parasitosis como una epidemia emergente en situaciones de desastre.45

Prevención

La prevención comprende todas las medidas que eviten la contaminación fecal y controlen todos los factores epidemiológicos. Se recomiendan las medidas higiénicas personales, principalmente el lavado de manos; la ebullición del agua por 10 minutos y la filtración de alta calidad en los acueductos o en las viviendas. El tratamiento de las personas con esta parasitosis es una medida importante de control para evitar la diseminación.

Tratamiento

5-Nitroimidazoles. Los 5-nitroimidazoles en dosis única producen curación superior al 90%. Se puede presentar resistencia a estos medicamentos.

Los derivados 5-nitroimidazólicos son los de elección en giardiasis. Las generalidades de estos compuestos se describen en el capítulo 2: Amebiasis intestinal. La tolerancia es buena, aunque en aproximadamente la cuarta parte de los casos produce síntomas leves, principalmente sabor metálico y molestias digestivas (para disminuirlas se recomienda tomarlo después de una comida principal). Estos síntomas de intolerancia son comunes a todos los nitroimidazoles. Se contraindica la ingestión de alcohol por efecto disulfirán, concepto que se amplía en el tratamiento de amebiasis.

Secnidazol. Produce curaciones superiores al 90% en dosis única de 2 g para adultos y de 30 mg/kg en suspensión para niños.17

Tinidazol. En dosis única de 2 g para adultos y de 60 mg/kg en suspensión para niños, en dosis única. Presenta eficacia similar al secnidazol.46

Metronidazol. Siempre se recomienda en tratamiento de varios días. En giardiasis, la dosis es de 250 mg, tres veces al día para adultos; y de 15 mg/ kg/día para niños, dividido en tres dosis; ambos por cinco días. Se presenta en tabletas y solución en jarabe para niños.47 Puede usarse en giardiasis sintomática durante el embarazo, puesto que, a pesar de su efecto teratogénico en estudios experimentales en ratas, la dosis terapéutica en humanos no tiene estos efectos.48

Otros antigiardiásicos. Son menos utilizados que los 5-nitroimidazólicos, pero, debido a que algunos pacientes presentan intolerancia o falta de respuesta, se recomiendan los siguientes medicamentos.

 Albendazol. Es un antihelmíntico del grupo de los benzimidazoles, activo en giardiasis, por lo que es una alternativa cuando, por alguna razón, no se usan los nitroimidazoles. Los estudios iniciales en Bangladesh revelaron una eficacia del 75% en dosis única de 800 mg y del 95% cuando se usó en dosis de 400 mg/ día por cinco días.49 Un estudio comparativo de tratamiento por cinco días con albendazol y metronidazol reveló cura parasitológica del 94% y del 98%, respectivamente.50 Este resultado fue el mismo que encontraron con el tratamiento comparativo de metronidazol por cinco días. Cuando no hubo respuesta a los nitroimidazoles, se usó la combinación de uno de estos con albendazol, lo cual produjo curación de 80,8%.38

 Furazolidona. Es un nitrofurano utilizado en diarreas bacterianas. Se emplea en giardiasis en dosis de 5 mg/kg/día en niños, dividida en cuatro tomas diarias por siete días. En adultos, la dosis es 100 mg cuatro veces al día por siete días. La eficacia es de un 80%.47 Puede producir intolerancia digestiva, síntomas generales y reacción disulfirán con el alcohol.

 Nitazoxanida. En dosis de 100 a 500 mg dos veces al día por tres días presenta curaciones, eficacia variable y frecuentes signos y síntomas de intolerancia. En pacientes con resistencia a los nitroimidazoles hubo curación del 40% cuando se usó nitazoxanida.38 En Estados Unidos tiene licencia para el tratamiento de diarrea por giardiasis en pacientes mayores de un año.51

 Auranofín. En un estudio experimental de 746 medicamentos para uso humano y de 164 compuestos bioactivos se identificaron 56 que produjeron inhibición significativa del crecimiento de Giardia y de su fijación en la mucosa intestinal de ratones. El compuesto auranofín, un antirreumático, fue el que presentó efectos más notables. Este resultado indica que este medicamento, ya aprobado para uso humano, se puede usar como agente nuevo antigiardiásico, especialmente en cepas resistentes al metronidazol.52

Resistencia. Se ha encontrado que Giardia desarrolla resistencia a nitroimidazoles, metronidazol, furazolidona y albendazol.53 Un metanálisis sobre estudios clínicos de giardiasis encontró que el tratamiento con nitroimidazoles era inefectivo del 10% al 20% de los casos.38,53

BIBLIOGRAFÍA

1. Leeuwenhoek A van. Letter 18 to the Royal Society. Phil Trans R Soc London 1676; 12:821-31.

2. Lambl W. Mikroskopische untersuchungen derdarm-excrete. Beitrag zur pathologische des darmes und zur diagnostic am krankenbette. Vierteljahrschrift fur die Praktische Heilkunde (Prague) 1859;61:1-57.

3. Löwy I. The Wellcome Trust Illustrated History of Tropical Diseases. Med Hist. 1997;41(4):502–3.

4. Filice FP. Studies on the cytology and life history of a Giardia from the laboratory rat. University of California Publications in Zoology 1952; 57:53-143.

5. Kohli A, Bushen OY, Pinkerton RC, Houpt E, Newman RD, Sears CL, et al. Giardia duodenalis assemblage, clinical presentation and markers of intestinal inflammation in Brazilian children. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2008 Jul;102(7):718-25.

6. Pelayo L, Nuñez FA, Rojas L, Furuseth Hansen E, Gjerde B, Wilke H, et al. Giardia infections in Cuban children: the genotypes circulating in a rural population. Ann Trop Med Parasitol. 2008 Oct;102(7):585-95.

7. Ravid Z, Duque S, Arévalo A, Nicholls RS, Wasserman M. Genetic diversity of Giardia intestinalis populations in Colombia. Biomedica. 2007 Mar;27(1):34-41.

8. Ferreira FS, Machado Sá da Bandeira RA, Constantino CA, da Fonseca AM, Gomes Jda G, Rodrigues RM, et al. Molecular and Clinical Characterization of Giardia duodenalis Infection in Preschool Children from Lisbon, Portugal. J Parasitol Res. 2013;2013:252971.

9. Ramírez JD, Heredia RD, Hernández C, León CM, Moncada LI, Reyes P, et al. Molecular diagnosis and genotype analysis of Giardia duodenalis in asymptomatic children from a rural area in central Colombia. Infect Genet Evol. 2015 Jun;32:208-13.

10. Torres-Lindarte G, Zapata-Tamayo M, Restrepo-Isaza, M, Ríos-Osorio L. Investigación científica sobre genotipificación y distribución de Giardia intestinalis en humanos y caninos de América. Salud Uninorte Barranquilla (Col) 2011(1):49-62.

11. Araújo NS, Mundim MJ, Gomes MA, Amorim RM, Viana JC, Queiroz RP, et al. Giardia duodenalis: pathological alterations in gerbils, Meriones unguiculatus, infected with different dosages of trophozoites. Exp Parasitol. 2008 Apr;118(4):449-57.

12. Pérez-Roldán F, Mate-Valdezate A, Villafáñez-García MC, González Carro P, Legaz Huidobro ML. Nodular lymphoid hyperplasia by Giardia lamblia. Endoscopy. 2008 Sep;40 Suppl 2:E116-7.

13. Singh KD, Bhasin DK, Rana SV, Vaiphei K, Katyal R, Vinayak VK, et al. Effect of Giardia lamblia on duodenal disaccharidase levels in humans. Trop Gastroenterol. 2000 Oct-Dec;21(4):174-6.

14. Stäger S, Felleisen R, Gottstein B, Müller N. Giardia lamblia variant surface protein H7 stimulates a heterogeneous repertoire of antibodies displaying differential cytological effects on the parasite. Mol Biochem Parasitol. 1997 Mar;85(1):113-24.

15. Olson ME, Ceri H, Morck DW. Giardia vaccination. Parasitol Today. 2000 May;16(5):213-7.

16. Olson ME, Hannigan CJ, Gaviller PF, Fulton LA. The use of a Giardia vaccine as an immunotherapeutic agent in dogs. Can Vet J. 2001 Nov;42(11):865-8.

17. Botero D. An overview of the clinical experience of secnidazole in Giardiasis and Amoebiasis. Drug Invest 1994; 8(Supl 1):47-52.

18. Brodsky RE, Spencer HC Jr, Schultz MG. Giardiasis in American travelers to the Soviet Union. J Infect Dis. 1974 Sep;130(3):319-23.

19. Okhuysen PC. Traveler’s diarrhea due to intestinal protozoa. Clin Infect Dis. 2001 Jul 1;33(1):110-4.

20. Núñez FA, Hernández M, Finlay CM. Longitudinal study of giardiasis in three day care centres of Havana City. Acta Trop. 1999 Oct 15;73(3):237-42.

21. Ortega YR, Adam RD. Giardia: overview and update. Clin Infect Dis. 1997 Sep;25(3):545-9.

22. Farthing MJ. Giardiasis. Gastroenterol Clin North Am. 1996 Sep;25(3):493-515.

23. Lengerich EJ, Addiss DG, Juranek DD. Severe giardiasis in the United States. Clin Infect Dis. 1994 May;18(5):760-3.

24. Pickering LK, Woodward WE, DuPont HL, Sullivan P. Occurrence of Giardia lamblia in children in day care centers. J Pediatr. 1984 Apr;104(4):522-6.

25. Huaroto M. Estudio de la giardiasis intestinal en niños mediante el uso de la cuerda encapsulada o enterotest. Rev Gastroent Perú 1988; 8:14-17.

26. Duque-Beltrán S, Nicholls-Orejuela RS, Arévalo-Jamaica A, Guerrero-Lozano R, Montenegro S, James MA. Detection of Giardia duodenalis antigen in human fecal eluates by enzyme-linked immunosorbent assay using polyclonal antibodies. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2002 Dec;97(8):1165-8.

27. Van Lith L, Šoba B, Vizcaino VV, Svard S, Sprong H, Tosini F, et al. A real-time assemblage-specific PCR assay for the detection of Giardia duodenalis assemblages A, B and E in fecal samples. Vet Parasitol. 2015 Jun 30;211(1-2):28-34.

28. Cacciò SM, Ryan U. Molecular epidemiology of giardiasis. Mol Biochem Parasitol. 2008 Aug;160(2):75-80.

29. Nantavisai K, Mungthin M, Tan-ariya P, Rangsin R, Naaglor T, Leelayoova S. Evaluation of the sensitivities of DNA extraction and PCR methods for detection of Giardia duodenalis in stool specimens. J Clin Microbiol. 2007 Feb;45(2):581-3.

30. Núñez FA, López JL, de la Cruz AM, Finlay CM. Factores de riesgo de la infección por Giardia lamblia en niños de guarderías infantiles de Ciudad de La Habana, Cuba. Cad Saúde Púb. 2003; 19:677-82.

31. Escobedo AA, Almirall P, Alfonso M, Cimerman S, Chacín-Bonilla L. Sexual transmission of giardiasis: a neglected route of spread? Acta Trop. 2014 Apr;132:106-11.

32. Shields JM, Gleim ER, Beach MJ. Prevalence of Cryptosporidium spp. and Giardia intestinalis in swimming pools, Atlanta, Georgia. Emerg Infect Dis. 2008 Jun;14(6):948-50.

33. Ensink JH, van der Hoek W, Amerasinghe FP. Giardia duodenalis infection and wastewater irrigation in Pakistan. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2006 Jun;100(6):538-42.

34. Quick R, Paugh K, Addiss D, Kobayashi J, Baron R. Restaurant-associated outbreak of giardiasis. J Infect Dis. 1992 Sep;166(3):673-6.

35. Mohammed Mahdy AK, Lim YA, Surin J, Wan KL, Al-Mekhlafi MS. Risk factors for endemic giardiasis: highlighting the possible association of contaminated water and food. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2008 May;102(5):465-70.

36. Dykes AC, Juranek DD, Lorenz RA, Sinclair S, Jakubowski W, Davies R. Municipal waterborne giardiasis: an epidemilogic investigation. Beavers implicated as a possible reservoir. Ann Intern Med. 1980 Feb;92(2 Pt 1):165-70.

37. Traub RJ, Inpankaew T, Reid SA, Sutthikornchai C, Sukthana Y, Robertson ID, et al. Transmission cycles of Giardia duodenalis in dogs and humans in Temple communities in Bangkok--a critical evaluation of its prevalence using three diagnostic tests in the field in the absence of a gold standard. Acta Trop. 2009 Aug;111(2):125-32.

38. Meltzer E, Lachish T, Schwartz E. Treatment of giardiasis after nonresponse to nitroimidazole. Emerg Infect Dis. 2014 Oct;20(10):1742-4.

39. Saiman L, Aronson J, Zhou J, Gomez-Duarte C, Gabriel PS, Alonso M, et al. Prevalence of infectious diseases among internationally adopted children. Pediatrics. 2001 Sep;108(3):608-12.

40. Shah SA, Marwat SA, Rashid HU, Hussain A, Khurshid K, Ahmad S. Importance of microscopic stool examination in patients with diarrhoea. J Ayub Med Coll Abbottabad. 2014 Oct-Dec;26(4):478-80.

41. Painter JE, Gargano JW, Collier SA, Yoder JS; Centers for Disease Control and Prevention. Giardiasis surveillance -- United States, 2011-2012. MMWR Suppl. 2015 May 1;64(3):15-25.

42. Carvalho-Costa FA, Gonçalves AQ, Lassance SL, Silva Neto LM, Salmazo CA, Bóia MN. Giardia lamblia and other intestinal parasitic infections and their relationships with nutritional status in children in Brazilian Amazon. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2007 May-Jun;49(3):147-53.

43. García C, Rodríguez E, Do N, López de Castilla D, Terashima A, Gotuzzo E. Intestinal parasitosis in patients with HIV-AIDS. Rev Gastroenterol Peru. 2006 Jan-Mar;26(1):21-4.

44. Chaves MP, Fernández JA, Ospina I, López MC, Moncada L, Reyes P. Tendencia de la prevalencia y factores asociados a la infección por Giardia duodenalis en escolares y preescolares de una zona rural de Cundinamarca. Biomédica 2007; 27(003):345-51.

45. Torres E, Gallego ML, Gómez JE. Giardiasis en niños viviendo en asentamientos temporales en Armenia. III. Encuentro Nacional de Investigaciones Infecciosas. Infectio 2002; 6:89.

46. Escobedo AA, Núñez FA, Moreira I, Vega E, Pareja A, Almirall P. Comparison of chloroquine, albendazole and tinidazole in the treatment of children with giardiasis. Ann Trop Med Parasitol. 2003 Jun;97(4):367-71.

47. Gardner TB, Hill DR. Treatment of giardiasis. Clin Microbiol Rev. 2001 Jan;14(1):114-28.

48. Burtin P, Taddio A, Ariburnu O, Einarson TR, Koren G. Safety of metronidazole in pregnancy: a meta-analysis. Am J Obstet Gynecol. 1995 Feb;172(2 Pt 1):525-9.

49. Hall A, Nahar Q. Albendazole as a treatment for infections with Giardia duodenalis in children in Bangladesh. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1993 Jan-Feb;87(1):84-6.

50. Romero-Cabello R, Robert L, Muñoz-García R, Tanaka J. Estudio aleatorio para comparar seguridad y eficacia de albendazol y metronidazol en el tratamiento de giardiasis en niños. Rev Lat-Amer Microbiol 1995; 37:315-23.

51. Fox LM, Saravolatz LD. Nitazoxanide: a new thiazolide antiparasitic agent. Clin Infect Dis. 2005 Apr 15;40(8):1173-80.

52. Tejman-Yarden N, Miyamoto Y, Leitsch D, Santini J, Debnath A, Gut J, et al. A reprofiled drug, auranofin, is effective against metronidazole-resistant Giardia lamblia. Antimicrob Agents Chemother. 2013 May;57(5):2029-35.

53. Townson SM, Laqua H, Upcroft P, Boreham PF, Upcroft JA. Induction of metronidazole and furazolidone resistance in Giardia. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1992 Sep-Oct;86(5):521-2.

BALANTIDIASIS

La balantidiasis se adquiere por contaminación fecal con quistes del parásito de origen humano o de cerdos. Existen portadores asintomáticos y, cuando hay sintomatología, la principal es la colitis. La prevalencia es baja en todo el mundo, excepto en algunas regiones endémicas en donde se crían cerdos caseros. El tratamiento se hace con tetraciclina o 5-nitroimidazoles.

Agente causal

Balantidium coli es el protozoo de mayor tamaño que afecta al hombre. El trofozoíto es de forma ovalada, con una longitud promedio de 50 µm a 200 µm, y de 40 µm a 50 µm de ancho. Está rodeado de cilios que le permiten desplazamiento rápido. Posee, en la parte anterior, una boca o citostoma con cilios largos que le sirve para obtener alimento, el cual pasa a vacuolas digestivas. Los residuos alimenticios son eliminados por vacuolas contráctiles a través de una apertura en el extremo posterior llamada citopigio. Tiene dos núcleos: uno mayor y arriñonado llamado macronúcleo; el otro redondo y pequeño, generalmente cerca de la concavidad del anterior, llamado micronúcleo (figuras 3-4 y 3-9). En el citoplasma se encuentran dos vacuolas contráctiles encargadas de regular la presión osmótica del parásito. La reproducción se hace por división binaria, por gemación y por conjugación; esta última consiste en la unión temporal de dos células para cambiar material nuclear.

El quiste es redondeado, con diámetro de 40 a 60 µm, con doble membrana gruesa a través de la cual puede observarse el parásito, a veces con algún movimiento. En el interior resalta el macronúcleo (figura 3-10). El quiste es eliminado al exterior, resiste el medio ambiente y es infectante por vía oral, a diferencia del trofozoíto que no es infectante por esta vía y se destruye al salir del organismo.

Ciclo de vida

Los trofozoítos viven en el intestino grueso, en la luz o con producción de ulceraciones en la mucosa. La infección persiste en el intestino por la multiplicación de los trofozoítos. Estos sufren enquistamiento en la luz intestinal, salen con las materias fecales y son infectantes inmediatamente. La transmisión se hace por cualquier mecanismo que permita la ingestión de los quistes de materias fecales procedentes de humanos o cerdos. Después de ingeridos, la membrana quística se destruye y de cada quiste emerge un trofozoíto en el intestino (figura 3-5).

Patología y patogenia

En algunos casos, los parásitos no producen invasión y se reproducen en la luz intestinal o dan origen a una inflamación catarral de la mucosa del colon. En otros pacientes, ulceran la mucosa y penetran a capas más profundas. Las úlceras son irregulares, hiperémicas, con fondo necrótico y a veces extensas por confluencia. Los trofozoítos se encuentran en cualquiera de las capas de la pared del colon (figura 3-11). Igualmente, puede invadir los vasos sanguíneos o linfáticos. Solo muy raramente perforan el intestino y causan peritonitis;1 en ocasiones, invaden el apéndice.2 La diseminación extraintestinal puede hacerse a pulmón, peritoneo, hígado, tracto urinario y genital, especialmente cuando existe inmunosupresión.3-8 Cuando hay ulceraciones necróticas extensas, la balantidiasis puede ser fatal.8


Figura 3-9. Balantidium coli. Trofozoíto. El citostoma es visible en la parte superior; en el interior se observa el macronúcleo. Los cilios se ven la periferia. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.


Figura 3-10. Balantidium coli. Quiste en una preparación en fresco; se nota el macronúcleo como una masa pálida a la derecha. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.


Figura 3-11. Balantidiasis. Corte histológico con tinción de hematoxilina y eosina de colon que muestra varios trofozoítos, en dos de los cuales resalta el macronúcleo (la flecha indica el citostoma de otro trofozoíto).

Cortesía: TC Orihel, LR Asch, Parasites in Human Tissues. Am Soc Clin Pathol.

Manifestaciones clínicas

La gran mayoría de los casos son asintomáticos. Algunos presentan pocas manifestaciones clínicas como dolor cólico y diarrea. En casos crónicos, estos síntomas son más intensos y frecuentes, y se pueden alternar con deposiciones mucosas y sanguinolentas. En las formas agudas se produce un cuadro disentérico similar al de amebiasis, con abundantes trofozoítos en las materias fecales. Hay rectitis con pujo, tenesmo y la clásica deposición disentérica (muy frecuente), con abundante moco y sangre, acompañada de dolor tipo cólico en retortijón.9 Puede haber síntomas generales asociados como vómito, enflaquecimiento, debilidad y deshidratación. En los pocos casos con perforación intestinal se observa, igual que en la perforación amebiana, peritonitis acompañada de fiebre y síntomas generales graves, siempre de mal pronóstico. Se conocen casos de apendicitis balantidiana. La invasión a genitales femeninos origina flujo vaginal necrótico y ulceraciones.

Diagnóstico

La balantidiasis requiere un diagnóstico clínico diferencial con entidades que produzcan colitis o disentería, principalmente amebiasis, tricocefalosis aguda, disentería bacilar y colitis ulcerativa. El diagnóstico se comprueba por el examen de materias fecales al observar los trofozoítos móviles en el examen directo, especialmente en heces diarreicas, o los quistes en las materias fecales no diarreicas en exámenes directos o por concentración. La rectosigmoidoscopia permite ver las lesiones y obtener muestras para el examen parasitológico. En complicaciones urinarias visualiza en la orina.7,10 Este parásito crece bien en los medios de cultivo utilizados para E. histolytica, lo cual puede ser útil para completar el diagnóstico. Las coloraciones, fundamentalmente la de hematoxilina férrica, sirven para hacer un estudio morfológico más detallado. No se emplean pruebas inmunológicas para el diagnóstico.

Epidemiología y prevención

B. coli predomina en las zonas tropicales, pero no presenta prevalencias tan altas como los otros protozoos intestinales patógenos. En Colombia, la frecuencia es inferior al 1% 11 y en el altiplano de Bolivia es del 6% al 29% en adultos y del 1,2% en niños.11,12 Se conocen algunas regiones del mundo con prevalencias tan altas como del 20%, especialmente en donde hay contacto frecuente con cerdos; en estas circunstancias, la balantidiasis puede considerarse una antropozoonosis; sin embargo, en otras regiones aparece la parasitosis en ausencia de estos animales, en cuyo caso, la infección es transmitida de persona a persona. El mecanismo de transmisión es, como en las otras protozoosis intestinales, por contaminación de alimentos, aguas y manos con materias fecales que contengan quistes del parásito. La prevención es similar a la descrita en amibiasis y se deben agregar los cuidados con las materias fecales del cerdo. Es interesante anotar que en este animal la balantidiasis es asintomática.

Tratamiento

La tetraciclina se recomienda en dosis de 500 mg cuatro veces al día en adultos y de 40 a 50 mg/kg/día en niños mayores de ocho años, repartidos en cuatro dosis y durante 10 días, pero está contraindicada en niños menores de esta edad. Se conocen estudios favorables con derivados nitroimidazólicos en las dosis empleadas para amebiasis.12

BIBLIOGRAFÍA

1. Ferry T, Bouhour D, De Monbrison F, Laurent F, Dumouchel-Champagne H, Picot S, et al. Severe peritonitis due to Balantidium coli acquired in France. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2004 May;23(5):393-5.

2. Dorfman S, Rangel O, Bravo LG. Balantidiasis: report of a fatal case with appendicular and pulmonary involvement. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1984;78(6):833-4.

3. Sharma S, Harding G. Necrotizing lung infection caused by the protozoan Balantidium coli. Can J Infect Dis. 2003 May;14(3):163-6.

4. Anargyrou K, Petrikkos GL, Suller MT, Skiada A, Siakantaris MP, Osuntoyinbo RT, et al. Pulmonary Balantidium coli infection in a leukemic patient. Am J Hematol. 2003 Jul;73(3):180-3.

5. Cermeño JR, Hernández De Cuesta I, Uzcátegui O, Páez J, Rivera M, Baliachi N. Balantidium coli in an HIV-infected patient with chronic diarrhoea. AIDS. 2003 Apr 11;17(6):941-2.

6. Vasilakopoulou A, Dimarongona K, Samakovli A, Papadimitris K, Avlami A. Balantidium coli pneumonia in an immunocompromised patient. Scand J Infect Dis. 2003;35(2):144-6.

7. Karuna T, Khadanga S. A rare case of urinary balantidiasis in an elderly renal failure patient. Trop Parasitol. 2014 Jan;4(1):47-9.

8. Atías A, Franco C. Un caso fatal de balantidiasis. Parasitol al Día 1991 ;15 :114-6.

9. Bellanger AP, Scherer E, Cazorla A, Grenouillet F. Dysenteric syndrome due to Balantidium coli: a case report. New Microbiol. 2013 Apr;36(2):203-5.

10. Maino A, Garigali G, Grande R, Messa P, Fogazzi GB. Urinary balantidiasis: diagnosis at a glance by urine sediment examination. J Nephrol. 2010 Nov-Dec;23(6):732-7.

11. Corredor A, Arciniegas E, Hernández CA. Parasitismo Intestinal. Ministerio de Salud. Instituto Nacional de Salud. División Investigaciones Especiales. Parasitismo Intestinal. Helmintos. Bogotá DC 1993.

12. Esteban JG, Aguirre C, Angles R, Ash LR, Mas-Coma S. Balantidiasis in Aymara children from the northern Bolivian Altiplano. Am J Trop Med Hyg. 1998 Dec;59(6):922-7.

13. Schuster FL, Ramirez-Avila L. Current world status of Balantidium coli. Clin Microbiol Rev. 2008 Oct;21(4):626-38.

BLASTOCISTOSIS

Blastocystis sp. es un protozoo que se transmite por contaminación fecal. Es una de las parasitosis intestinales frecuente en zonas tropicales. En general se considera no patógeno. Algunos estudios afirman su patogenicidad, al causar diarrea y otros síntomas digestivos. En estos casos el tratamiento más utilizado son los 5-nitroimi-dazoles.

Blastocystis sp. se descubrió en 1911 y se consideró una levadura.1 Al año siguiente se nombró Blastocystis hominis con el mismo concepto de levadura intestinal inocua.2 En la década de los 70 se hicieron estudios que permitieron reclasificarlo como protozoo.3 Después de estos estudios se han realizado numerosos trabajos sobre la parasitosis, pero aún existe la controversia de si actúa como un organismo comensal o patógeno.4

Agente causal

Este parásito, por lo general, tiene forma esférica, un tamaño que oscila entre 4 y 20 µm, en algunos casos hasta 40 µm; está provisto de una gran vacuola retráctil dentro de una delgada capa de citoplasma, posee varios núcleos periféricos (figura 3-12), mitocondria, aparato de Golgi y un retículo endoplásmico propio de los protozoos.5 En el microscopio electrónico se ven más definidos los núcleos (figura 3-13). En algunos casos se observan formas granulares, colapsadas, ameboides o quísticas.6,7 Los análisis genéticos de este parásito han permitido describir 17 subtipos, de los cuales del uno al nueve se han encontrado en humanos y el tres es el que predomina en estudios epidemiológicos.8 Esta variedad genética podría explicar la presencia o ausencia de patogenicidad.

Ciclo de vida

La infección humana se adquiere por contaminación fecal a partir de otras personas o reservorios. La forma infectante no está claramente definida, pero lo más aceptado es que está constituida por quistes de pared dura.9 Este parásito se localiza en el colon, donde existen cuatro formas de reproducción asexual: división binaria; plasmotomía, que consiste en la formación de varios núcleos que originan varios organismos; endodiogenia, en la que una célula madre origina dos hijas antes de que se divida el parásito (figura 3-14); y esquizogonia, que es la formación de gran cantidad de células hijas que forman un esquizonte. De estas formas de reproducción, la más frecuente y aceptada es la división binaria. El parásito tiene dos tipos de quistes que salen en la materia fecal, uno con cubierta fibrilar externa y el otro sin ella; la primera se forma a medida que el quiste madura. Algunos estudios indican que los quistes sin la cubierta externa salen con mayor frecuencia en la materia fecal.10,11


Figura 3-12. Blastocystis sp. Trofozoíto en materia fecal, con coloración tricrómica. Se observan los núcleos periféricos.

Cortesía: LR Ash, TC Orihel, Atlas de parasitología humana. Ed. Panamericana.


Figura 3-13. Blastocystis sp. Trofozoíto observado en el microscopio electrónico en materias fecales.

Cortesía: C.H. Zierdt, NIH, Bethesda, USA.

Patología y patogenia

Blastocystis hominis es un parásito del colon y no hay un concepto unánime sobre si es o no patógeno.12 Estudios experimentales en animales se interpretan como apoyo para la capacidad patógena. En cobayos infectados con el parásito y bacterias intestinales de origen humano, 14 de 43 animales desarrollaron la infección. Los que tuvieron infecciones intensas presentaron diarrea. Cuando se inyectó el parásito en el ciego se produjo hiperemia y penetración del parásito a las células epiteliales, pero no a la lámina propia.13 Varios autores describen la presencia de inflamación del colon; uno de ellos realizó estudios colonoscópicos y biopsia que demostraron inflamación no específica, edema, presencia de linfocitos y plasmocitos, sin evidencia de invasión del parásito, por lo cual concluyen que la patogenicidad de se debe a reacción alérgica e inflamación inespecífica.14,15 Existen varias publicaciones de blastocistosis extraintestinal que incluyen las articulaciones, la uretra, el peritoneo y el bazo, las cuales se basan en la identificación morfológica de organismos similares a Blastocystis, lo cual no es una evidencia segura de que corresponda a este parásito.16,17


Figura 3-14. Blastocystis sp. Reproducción por endodiogonia, que origina dos células hijas.

Cortesía: C.H. Zierdt , NIH, Bethesda, USA.

Manifestaciones clínicas

Existe controversia para definir si B. hominis es un comensal intestinal o un verdadero patógeno. La mayoría de las personas parasitadas con Blastocystis son portadoras asintomáticas. Existen numerosas publicaciones que correlacionan la presencia del parásito con la sintomatología clínica, principalmente diarrea, dolor abdominal, náuseas y flatulencia. En un estudio en España se encontró asociación estadísticamente significativa entre Blastocystis hominis en pacientes que no presentaban otros parásitos patógenos y sintomatología digestiva, esencialmente diarrea y dolor abdominal.18 Esta investigación no buscó otras causas de diarrea no parasitaria, lo cual resta credibilidad a los resultados. En Canadá, en 530 pacientes con blastocistosis hubo manifestaciones clínicas gastrointestinales en 143; se sugiere que el protozoo puede ser causante de los síntomas o está asociado a otras causas.19 La blastocistosis se relacionó con la diarrea de los viajeros, puesto que el 15,6% de estos tenía sintomatología digestiva y presencia del parásito.20 Por el contrario, otras investigaciones no comprueban la patogenicidad de este parásito. En un estudio en California, en 307 pacientes con esta parasitosis, de los cuales 182 eran asintomáticos y 125 sintomáticos, no se encontró diferencia estadística significativa.19,21 Otra investigación en pacientes con colon irritable y la presencia de B. hominis no le atribuye acción patógena al protozoo.22 Tampoco hubo sintomatología o hallazgos endoscópicos en adultos sanos a pesar de la presencia del parásito.23 En una investigación en Cuba, en pacientes con sida, no hubo relación entre la presencia de síntomas gastrointestinales y blastocistosis.24

Diagnóstico

La búsqueda del parásito se hace por examen coprológico: directo, concentraciones, preparaciones coloreadas con hematoxilina o tricrómica. Existen cultivos, pero no se utilizan de rutina en el diagnóstico.25 Existe una prueba de ELISA, pero no se usa habitualmente.26 Igualmente, hay una prueba de reacción de cadena de la polimerasa (PCR, por su sigla en inglés) solo para investigación.27

Epidemiología

La blastocistosis está distribuida en todo el mundo.6 La prevalencia general en personas sanas se calcula del 10% al 15% en países desarrollados y del 30% al 50% en países en vía de desarrollo.28,29 En nuestra experiencia en niños escolares en Medellín, Colombia, la prevalencia de Blastocystis hominis fue del 58,1% en Medellín y del 26% en Bogotá.

Algunos autores consideran que puede causar diarrea, incluso la de los viajeros.20 En un estudio en viajeros con diarrea a Nepal, la prevalencia fue del 30% en 2.000 muestras de materias fecales estudiadas, aunque esto no comprueba que este parásito fuera el causante de la sintomatología.30 La transmisión es por vía orofecal o a través del agua. Se han informados muy pocas epidemias y el parásito se encuentra en cerdos, monos, roedores y aves.

Tratamiento

Los pacientes asintomáticos con Blastocystis no requieren tratamiento. En los casos sintomáticos es necesario descartar la presencia de otros agentes patógenos y cuando esta búsqueda es negativa se justifica administrarlo, siempre que la cantidad de Blastocystis sea muy abundante. La sintomatología asociada a la blastocistosis es autolimitada, lo cual dificulta valorar la eficacia de los tratamientos. Cuando se decide administrar tratamiento se utiliza:

5-nitroimidazoles. Un estudio doble ciego con el uso de metronidazol en dosis de 1,5 g/día por 10 días, comparado con un placebo, reveló que al mes del tratamiento desaparecieron los síntomas en el 88% contra el 14% con el placebo. La desaparición del parásito fue significativamente mayor con el medicamento (75%), que con el placebo (33%).31 Hay resistencia experimental al metronidazol, la cual varía en diferentes zonas geográficas.32 Cuando los nitroimidazoles son ineficaces o no se pueden usar por intolerancia, se utilizan dos medicamentos alternativos:

 Trimetoprima-sulfametoxazol. En dosis de 6 mg/kg/día, la primera; y 30 mg/kg/día, la segunda; ambas durante siete días.33

 Nitazoxanida. Administrar dos veces al día por tres días: 500 mg en adultos, 200 mg en niños de cuatro a 12 años y 100 mg en menores de cuatro años.34

BIBLIOGRAFÍA

1. Alexeieff A. Sur la nature des formations dites “kystes de Trichomonas intestinalis”. CR Soc Biol 1911; 71:296-8.

2. Brumpt E. Colite a Tetramitus mesnili (Wenyon 1910) et colite a Trichomonas intestinales Leuchart 1879. Blastocystis hominis n sp et formes voisines. Bull Soc Pathol Exot 1912; 5:725-30.

3. Zierdt CH. Studies of Blastocystis hominis. J Protozool. 1973 Feb;20(1):114-21.

4. Tan KS. Blastocystis in humans and animals: new insights using modern methodologies. Vet Parasitol. 2004 Dec 9;126(1-2):121-44.

5. Salinas JL, Gonzáles HV. Infección por Blastocystis. Rev Gastroenterol Perú 2007; 27(2):264-74.

6. Stenzel DJ, Boreham PF. Blastocystis hominis revisited. Clin Microbiol Rev. 1996 Oct;9(4):563-84.

7. Boreham PF, Stenzel DJ. Blastocystis in humans and animals: morphology, biology, and epizootiology. Adv Parasitol. 1993;32:1-70.

8. Roberts T, Stark D, Harkness J, Ellis J. Update on the pathogenic potential and treatment options for Blastocystis sp. Gut Pathog. 2014 May 28;6:17.

9. Tan KS. New insights on classification, identification, and clinical relevance of Blastocystis spp. Clin Microbiol Rev. 2008 Oct;21(4):639-65.

10. Zaman V, Howe J, Ng M. Variation in the cyst morphology of Blastocystis hominis. Parasitol Res. 1997;83(3):306-8.

11. Scanlan PD, Stensvold CR. Blastocystis: getting to grips with our guileful guest. Trends Parasitol. 2013 Nov;29(11):523-9.

12. Amato-Neto V, Rodríguez-Alarcón RS, Gakiya E, Bezerra RC, Ferreira CS, Almeida-Braz LM. Blastocistose controversias e indefinicoes. Rev Soc Bras Med Trop 2003;36(4):515-17.

13. Zierdt CH. Blastocystis hominis--past and future. Clin Microbiol Rev. 1991 Jan;4(1):61-79.

14. Garavelli PL, Scaglione L, Merighi A, Libanore M. Endoscopy of blastocystosis (Zierdt-Garavelli disease). Ital J Gastroenterol. 1992 May;24(4):206.

15. Rajamanikam A, Govind SK. Amoebic forms of Blastocystis spp. - evidence for a pathogenic role. Parasit Vectors. 2013 Oct 11;6(1):295.

16. Lee MG, Rawlins SC, Didier M, DeCeulaer K. Infective arthritis due to Blastocystis hominis. Ann Rheum Dis. 1990 Mar;49(3):192-3.

17. Carneiro-Santos HL, Campos-Sodré F, Werneck-Macedo W. Blastocystis sp. In splenic cysts: causative agent or accidental association? A unique case report. Parasites Vector 2014 Apr; 7:207.

18. Carvajal JA, Villar J, Lanuza MD, Esteban JG, Muñoz C, Borrás R. Significación clínica de la infección por Blastocystis hominis: estudio epidemiológico. Med Clin (Barc) 1997; 108(16):608-12.

19. Doyle PW, Helgason MM, Mathias RG, Proctor EM. Epidemiology and Pathogenicity of Blastocystis hominis. J Clin Microbiol 1990; 28(1):116-21.

20. Rene BA, Stensvold CR, Badsberg JH, Nielsen HV. Subtype analysis of Blastocystis isolates from Blastocystis cyst excreting patients. Am J Trop Med Hyg. 2009 Apr;80(4):588-92.

21. Udkow MP, Markell EK. Blastocystis hominis: prevalence in asymptomatic versus symptomatic hosts. J Infect Dis. 1993 Jul;168(1):242-4.

22. Tungtrongchitr A, Manatsathit S, Kositchaiwat C, Ongrotchanakun J, Munkong N, Chinabutr P, et al. Blastocystis hominis infection in irritable bowel syndrome patients. Southeast Asian J Trop Med Public Health. 2004 Sep;35(3):705-10.

23. Chen TL, Chan CC, Chen HP, Fung CP, Lin CP, Chan WL, et al. Clinical characteristics and endoscopic findings associated with Blastocystis hominis in healthy adults. Am J Trop Med Hyg. 2003 Aug;69(2):213-6.

24. Escobedo A, Núñez FA. Blastocystis hominis infection in Cuban AIDS patients. Mem Inst Oswaldo Cruz. 1997 May-Jun;92(3):321-2.

25. Suresh K, Smith H. Comparison of methods for detecting Blastocystis hominis. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2004 Jun;23(6):509-11.

26. Zierdt CH, Zierdt WS, Nagy B. Enzyme-linked immunosorbent assay for detection of serum antibody to Blastocystis hominis in symptomatic infections. J Parasitol. 1995 Feb;81(1):127-9.

27. Yoshikawa H, Nagano I, Wu Z, Yap EH, Singh M, Takahashi Y. Genomic polymorphism among Blastocystis hominis strains and development of subtype-specific diagnostic primers. Mol Cell Probes. 1998 Jun;12(3):153-9.

28. Senay H, MacPherson D. Blastocystis hominis: epidemiology and natural history. J Infect Dis. 1990 Oct;162(4):987-90.

29. Duda A, Kosik-Bogacka D, Lanocha-Arendarczyk N, Kołodziejczyk L, Lanocha A. The prevalence of Blastocystis hominis and other protozoan parasites in soldiers returning from peacekeeping missions. Am J Trop Med Hyg. 2015 Apr;92(4):805-6.

30. Shlim DR, Hoge CW, Rajah R, Rabold JG, Echeverria P. Is Blastocystis hominis a cause of diarrhea in travelers? A prospective controlled study in Nepal. Clin Infect Dis. 1995 Jul;21(1):97-101.

31. Nigro L, Larocca L, Massarelli L, Patamia I, Minniti S, Palermo F, et al. A placebo-controlled treatment trial of Blastocystis hominis infection with metronidazole. J Travel Med. 2003 Mar-Apr;10(2):128-30.

32. Haresh K, Suresh K, Khairul Anus A, Saminathan S. Isolate resistance of Blastocystis hominis to metronidazole. Trop Med Int Health. 1999 Apr;4(4):274-7.

33. Ok UZ, Girginkardeşler N, Balcioğlu C, Ertan P, Pirildar T, Kilimcioğlu AA. Effect of trimethoprim-sulfamethaxazole in Blastocystis hominis infection. Am J Gastroenterol. 1999 Nov;94(11):3245-7.

34. Rossignol JF, Kabil SM, Said M, Samir H, Younis AM. Effect of nitazoxanide in persistent diarrhea and enteritis associated with Blastocystis hominis. Clin Gastroenterol Hepatol. 2005 Oct;3(10):987-91.

COCCIDIOSIS HUMANAS

Los protozoos que causan estas parasitosis pertenecen al subfilo Apicomplexa, que se caracteriza por tener un complejo apical visible en el microscopio electrónico y constituido por un conoide, anillo polar, roptrias, micronemas y microtúbulos. A este subfilo pertenece la clase Sporozoea, que se caracteriza por presentar, además del complejo apical, reproducción sexuada y asexuada. En la subclase Coccidia están los géneros más importantes que en su reproducción tienen quistes: Eimeria, que parasita animales, principalmente aves; Toxoplasma y Plasmodium, que se tratan en capítulos separados; en los humanos se encuentra los géneros: Cryptosporidium, Cyclospora, Cystoisospora y Sarcocystis. Los tres primeros se consideran emergentes, debido a la gran importancia adquirida en casos de inmunosupresión, principalmente en pacientes con VIH-sida. Antes de considerar cada una de ellas, presentamos algunas características comunes y datos comparativos de prevalencias:

 Han sido descritos como patógenos humanos en los últimos 25 años, a excepción de Cystoisospora, y su importancia aumentó con la aparición del VIH y otras inmunodeficiencias, en cuyo caso el parasitismo y la sintomatología son más intensos.

 Los agentes causantes son protozoos intracelulares, principalmente del intestino delgado, que se reproducen por un ciclo asexual dentro de los enterocitos, y otro sexual que les permite producir ooquistes o esporas, que son formas infectantes eliminadas en la materia fecal.

 Alteran la morfología de las vellosidades intestinales, donde producen inflamación. La principal manifestación clínica es la diarrea.

 Son más frecuentes en zonas tropicales y regiones con mal saneamiento.

 Se transmiten por vía fecal oral, de persona a persona o por agua y alimentos.

 El diagnóstico se hace por examen de materias fecales, para lo cual se requiere personal con experiencia y coloraciones especiales.

Criptosporidiosis

La criptosporidiosis humana fue informada por primera vez por Nime et al. (1976), quienes encontraron el parásito en una biopsia rectal de una niña.1 Hasta esa época el parásito se consideraba un protozoo que causaba diarrea en varias especies de animales. En el hombre es también causa de diarrea, con mayor importancia en pacientes inmunosuprimidos, especialmente en sida.

Agente causal. El género Cryptosporidium tiene varias especies que afectan al hombre y a muchos animales. Esta coccidia se reproduce en el intestino delgado donde causa reacción inflamatoria. Los ooquistes de 4 a 5 µM, ácido resistentes, que salen en la materia fecal son las formas infectantes.

El protozoo causante de la criptosporidiosis es un esporozoario de la subclase Coccidia, género Cryptosporidium, que tiene varias especies. Actualmente, la especie Cryptosporidium parvum se divide en dos especies separadas: Cryptosporidium hominis (previamente llamado C. parvum genotipo 1) y C. parvum, que se llamó C. parvum genotipo 2. La especie C. hominis, aparentemente, infecta solo a los humanos, mientras que C. parvum se encuentra en humanos y en varios animales.2,3 Existen más de 10 especies propias de animales, que incluyen mamíferos, reptiles, pájaros y peces, algunas de las cuales afectan al hombre.4,5 En las materias fecales son eliminados los ooquistes esféricos o elipsoidales, que miden de 4 a 5 µm. Estas son las formas parasitarias infectantes para las personas y los animales. Con la coloración ácido resistente se observan de color rojo (figura 3-15).


Figura 3-15. Cryptosporidium parvum. Ooquistes de color rojo con coloración de Ziehl-Neelsen.

Original.

Ciclo de vida. Los ooquistes infectan por vía oral. Por reproducción asexuada liberan esporozoítos que invaden las células intestinales, allí se reproducen y forman merozoítos (merontes), los cuales hacen un ciclo sexuado que da origen a los ooquistes, eliminados en la materia fecal.

El género Cryptosporidium, como todas las Coccidias, posee un ciclo de vida asexuado y otro sexuado en el mismo huésped, los cuales suceden en el interior de los enterocitos en las infecciones intestinales. Este ciclo (figura 3-16) se inicia con la reproducción asexuada cuando el ooquiste infectante se desenquista y libera cuatro esporozoítos móviles que invaden las células para convertirse en trofozoítos y esquizontes (merogonia) de primera y segunda generación. Los merozoítos (merontes) procedentes de esta segunda generación pueden reinvadir las células y reinfectar.


Figura 3-16. Cryptosporidium sp. Ciclo de vida. 1. Infección con ooquistes por vía oral. 2. Invasión del intestino delgado. 3. Salida de ooquistes con las materias fecales. 4. Infección de reservorios o del hombre. 5. Reproducción en el intestino: a) ooquistes infectantes; b) desenquistamiento; c) esporozoíto; d) merogonia (esquizonte) de primera generación; e) reinvasión por merontes (merozoítos); f) merogonia de segunda generación; g) microgametocito; h) microgameto; i) macrogameto; j) zigoto; k) ooquiste.

Estos merontes inician el ciclo sexuado con microgametocitos y macrogametocitos, que originan células masculinas (microgametos) y femeninas (macrogametos). Estos se unen, forman zigotos y luego ooquistes: unos de pared delgada que autoinfectan y son responsables de las formas crónicas, y otros de pared gruesa que salen al exterior para contaminar otros huéspedes. La reproducción se hace dentro de una vacuola parasitófora en las células de las microvellosidades que se observan como prominencias (figura 3-17 y figura 3-18). La localización de estas vacuolas es intracelular, pero extracitoplasmática.6

Patología y patogenia. El intestino delgado, principalmente el yeyuno, es la localización inicial, de donde se disemina a las vísceras, en especial en pacientes inmunodeficientes.

Las lesiones histológicas asociadas con la criptosporidiosis intestinal no son características. El contacto inicial entre el parásito y el glucocáliz de la célula huésped produce un acortamiento o ausencia de las microvellosidades, con atrofia y aumento de tamaño de la cripta. Se observa en la mucosa y hasta la lámina propia un infiltrado moderado de células mononucleares.7 El yeyuno es la localización intestinal en donde existe mayor infección y se localiza dentro de las células en cepillo de la mucosa intestinal (figura 3-19). Hay diseminación en pacientes inmunosuprimidos, principalmente con sida, a faringe, esófago, estómago, duodeno, íleon, colédoco, apéndice, colon, recto y pulmones, en cuyo caso pueden encontrarse los ooquistes en el esputo.8

La respuesta inmune relacionada con criptosporidiosis tiene componentes celulares y humorales. Hay alteraciones de las células T y aparece en pacientes VIH positivos con CD4 menores de 100 células por microlitro en quienes la parasitosis es más severa.9

En la inmunidad humoral existe respuesta específica de anticuerpos IgG, IgM e IgA. Hay evidencia epidemiológica de inmunidad protectora por infecciones repetidas en áreas endémicas.9,10 No obstante, el desarrollo de anticuerpos no implica la curación de la enfermedad como se observa en pacientes con sida.11

Manifestaciones clínicas. Aproximadamente la tercera parte de las personas con Cryptosporidium son asintomáticas. En los restantes varía según el estado inmunitario del paciente. En los inmunocompetentes, los síntomas principales son gastrointestinales con diarrea no disentérica, con frecuencia crónica y, ocasionalmente, hay desnutrición. En los inmunodeficientes, principalmente pacientes con sida, la sintomatología digestiva es más intensa y se puede presentar invasión extraintestinal, con mayor frecuencia en pulmones.

La infección se presenta en dos formas, según sea el estado inmunitario del huésped:


Figura 3-17. Cryptosporidium. A) Esquizontes con pequeño aumento que recubren una vellosidad intestinal. B) La misma fotografía, pero con mayor aumento. Microscopio electrónico de barrido.

Tomada de: Parasitology Today, Vol 1, No. 6, 1985.

Inmunocompetentes. Aproximadamente el 30% de los casos infectados son asintomáticos.12 En los sintomáticos, la diarrea y el dolor abdominal son los síntomas principales. Frecuentemente, los pacientes positivos para Cryptosporidium pueden tener a la vez otros agentes infecciosos (parásitos, bacterias y virus) que causan o contribuyen a la sintomatología. El período de incubación es aproximadamente de siete días.13 La sintomatología fluctúa entre la sensación de indigestión y un cuadro de enteritis con diarrea aguda o crónica. La diarrea generalmente es acuosa, rara vez con moco, sangre y leucocitos. Se presentan de cinco a 10 episodios diarreicos al día y después de un tiempo puede seguirle estreñimiento. En niños con diarrea intensa o crónica se puede asociar a deshidratación. La diarrea puede perdurar por largo tiempo, causar pérdida de peso y afectar el crecimiento y la nutrición.9

La diarrea y otros síntomas digestivos son más frecuentes en menores de cinco años y en niños desnutridos. Los menores de un año son más sintomáticos cuando no reciben leche materna.

Los pacientes pueden presentar, además, dolores abdominales, fiebre, cefalea, anorexia, vómito y pérdida de peso. Generalmente, la enfermedad se autolimita a 10-14 días. En una cuarta parte de los pacientes dura más de un mes. Los parásitos pueden permanecer por seis semanas o más después de la mejoría clínica.14

Inmunodeficientes. En estos pacientes, los síntomas son más intensos y de larga duración. La diarrea es crónica y la enfermedad es debilitante, con malestar, anorexia y fiebre. Hay pérdida de líquidos y electrólitos, que causan enfermedad grave o muerte por deshidratación. Asimismo, genera un síndrome de malabsorción que compromete seriamente el estado general. En los pacientes con sida, además de la localización intestinal, existe diseminación pulmonar. Causa neumonía intersticial con intensa tos seca y sibilancias.8,15 Hay casos de colecistitis con colestasis, fiebre, dolor abdominal, marcada pérdida de peso y pancreatitis.16 La enfermedad es más frecuente en los pacientes con sida, pero igualmente ocurre en otras inmunodeficiencias como la hipogammaglobulinemias, la terapia inmunosupresora, la desnutrición, la leucemia, el linfoma y otros defectos de la inmunidad. Pueden presentarse casos asintomáticos en inmunosuprimidos, pero menos frecuentemente que en los inmunocompetentes.17,18


Figura 3-18. Cryptosporidium. Merontes (merozoítos) que salen del esquizonte. Microscopio electrónico de barrido.

Tomado de: Parasitology Today. Vol 1, No. 6, 1985.

Diagnóstico. El método más utilizado es la observación microscópica de los ooquistes de color rojo cuando son coloreados con tinción ácido resistente en materia fecal. Asimismo, se diagnostica por PCR o detección de antígeno en materia fecal por el método de ELISA.

Examen microscópico. El diagnóstico más frecuente de la criptosporidiosis se hace por el hallazgo de ooquistes en las materias fecales. En las preparaciones con solución salina y lugol, los parásitos se ven como estructuras redondeadas u ovoides, de pared definida como “huecos vacíos”, de 4 a 5 µm, refringentes, algunas veces con gránulos internos que no permiten hacer un diagnóstico seguro. La técnica más precisa es la coloración por el método de Ziehl-Neelsen modificado (figura 3-15) (Método de Kinyoun: ver el capítulo 18 de Técnicas de laboratorio). Puede utilizarse también la clásica coloración de Ziehl-Neelsen sin calentar. En ambas coloraciones se observan los ooquistes ácido resistentes, de color rojo brillante sobre un fondo verde o azul. En algunos se ven los corpúsculos internos que corresponden a los esporozoítos. Para concentrar ooquistes de Cryptosporidium se realizan las técnicas de Ritchie modificada que usa formol más éter o formol más gasolina blanca, y la de Sheather, que es una flotación con azúcar. Ambas son similares en efectividad. Es necesario tener precaución en la manipulación de muestras de pacientes con sida.18,19


Figura 3-19. Criptosporidiosis. Corte histológico con hematoxilina eosina de vellosidad intestinal de intestino delgado. Las flechas indican los parásitos en las células en cepillo de la mucosa intestinal.

Cortesía: TC Orihel, LR Asch, Parasites in Human Tissues. Am Soc Clin Pathol.

Prueba de ELISA. El diagnóstico de laboratorio igualmente puede hacerse por la detección de antígenos o anticuerpos en materia fecal por el método ELISA, cuyo resultado puede leerse con espectrofotómetro o visualmente.

Existen estuches para pruebas rápidas como el Prospect®; con este método se encuentra una sensibilidad del 100% y una especificidad del 99%.20 Los métodos que usan ELISA son fáciles de realizar y tienen mejor sensibilidad que los microscópicos, pero es necesario tener en cuenta que el costo es mayor.21 Otro método de diagnóstico inmunológico, que presenta resultados similares, es la inmunofluorescencia indirecta mediante anticuerpos monoclonales para detectar el parásito en materia fecal, en tejidos y en estudios de aguas.22-24

Prueba de PCR. Esta prueba en materia fecal tiene mejor sensibilidad que los estudios microscópicos y permite diferenciar distintos genotipos de Cryptosporidium.25,26 Mientras más se estudia la biología molecular del parásito se encuentran mayor número de genotipos presentes en los animales y en el hombre.

Biopsia. En la biopsia intestinal se puede observar la atrofia de las vellosidades del intestino y la hipertrofia de las criptas, en donde se localiza el parásito. Se logran definir distintos estados mediante las coloraciones comunes de hematoxilina-eosina, en donde se ven de color violeta. Asimismo, se usa la técnica de plata-metenamina, Giemsa, Kinyoun y la inmunoperoxidasa (figura 3-19).

Epidemiología. Desde la aparición del sida, la criptosporidiosis ha cobrado importancia como primera causa de diarrea en pacientes con esa enfermedad y con otras inmunodeficiencias. La transmisión se hace a través de materias fecales humanas o de animales. En la población general se encuentra una frecuencia del 10% al 20% y en inmunocomprometidos puede llegar hasta el 50%.

La criptosporidiosis se describió por primera vez como causa de enfermedad intestinal en 1976,1 pero la importancia como patógeno humano viene en aumento desde 1980, cuando se encontró como causa importante de diarrea en pacientes con infección por VIH. Progresivamente, se encuentra como agente causal de diarrea en otras entidades con deficiencia inmune, trasplantados, deficiencia selectiva de IgA, hipogammaglobulinemia y uso de medicamentos inmunosupresores. También la criptosporidiosis es importante en personas inmunocompetentes.27

Modo de transmisión. La infección se adquiere por vía oral y es de origen fecal. Puede proceder de personas infectadas que se contaminan a través de manos, alimentos, vía oroanal, aguas y hortalizas. La infección también puede transmitirse por materia fecal de animales que sufran la parasitosis. Los animales reservorios son muchos, por lo cual se considera una zoonosis frecuente.28 Los ooquistes son muy resistentes a las condiciones del medio ambiente y sobreviven en el suelo o en los alimentos por varios meses,29 son resistentes a algunos desinfectantes comunes, pero pierden su viabilidad con la congelación y la ebullición. La transmisión a través del agua es frecuente y existen epidemias importantes como la de Milwaukee en Estados Unidos en 1993, que afectó a 403000 personas.30

Prevalencia. Es más frecuente en países en vía de desarrollo, en sitios de gran hacinamiento, principalmente en niños y en trabajadores de zonas rurales que tengan contacto con animales.28 En América Latina hay varias investigaciones de prevalencia, cuyos resultados para algunos países son: Costa Rica, 4,4%;31 Venezuela, 4,3% en niños con diarrea aguda;32 Bolivia, 31,6%, la prevalencia más elevada encontrada en personas sanas;33 Brasil, 8,0% en niños con diarrea;34 Guatemala, 20,4%.35 En Colombia, en niños inmunocompetentes, está entre 32,3% y 40%, y en inmunosuprimidos de 42% a 51,4%.36,37 En Medellín, 2,5% en 400 muestras fecales.38 Otros estudios revelaron, en niños inmunocomprometidos, una prevalencia de 3,6%;39 y 21,4% en pacientes con VIH;40 El Cryptosporidium se considera una causa frecuente de diarrea en viajeros.41

Prevención. Como en todas las parasitosis trasmitidas a través de materias fecales, en criptosporidiosis se deben practicar las medidas usuales de higiene personal y saneamiento ambiental. Los ooquistes son destruidos por la ebullición y la congelación, pero son resistentes a la cloración del agua. La alimentación con leche materna por medio de la IgA secretoria protege a los lactantes.42

Tratamiento. No existe un medicamento completamente efectivo para esta parasitosis. El mayor avance es el uso de nitazoxanida. En algunos países se utiliza paromomicina.

Pacientes inmunocompetentes. En estos casos, la diarrea por lo general es autolimitada y no requiere tratamiento. En un estudio doble ciego en pacientes mayores de 12 años, la nitazoxanida a la dosis de 500 mg dos veces al día por tres días, mejoró la sintomatología con el medicamento en el 96%, mientras que con el placebo fue del 41%. La negativización en el examen coprológico fue del 93% en el primer grupo, comparado con el 37% en el segundo.43 Este medicamento en suspensión o en tabletas de 200 mg se ha estudiado con buen éxito en niños de uno a 11 años con una dosis recomendada de 7,5 mg/kg cada 12 horas durante tres días.44

Paciente con VIH. No hay un tratamiento efectivo para criptosporidiosis, la curación depende esencialmente del estado inmune de los pacientes. Se han utilizado más de 100 medicamentos con resultados controvertidos. Se mencionan únicamente los dos que demuestran mejores beneficios:

 Nitazoxanida. En Estados Unidos, la Administración de Medicamentos y Alimentos (FDA, por su sigla en inglés de Food and Drug Administration) acepta este antiparasitario para la diarrea por Cryptosporidium en niños de 1 a 11 años. Hasta el 2005, todavía estaba pendiente la licencia para el tratamiento de criptosporidiosis en adultos y en pacientes inmunocomprometidos;45 actualmente ya está aceptada. En un estudio de 66 pacientes con sida, en dosis de 500 mg dos veces al día por 14 días produjo curación del 63% comparada con el 25% del placebo;46 en contraste, este medicamento no tuvo efecto en pacientes con recuentos menores de 50 células CD4.46 Otro estudio en 96 niños con VIH y criptosporidiosis, la nitazoxanida no mostró beneficio.47 En nuestra experiencia de 13 pacientes con sida y diarrea por este parásito tratados con una dosis de 2 g diarios por 14 días, solo uno fue negativo después de múltiples controles parasitológicos.48

 Paromomicina. Este medicamento es un antibiótico aminoglucósido que se absorbe poco del intestino. Se administra en dosis de 25 a 35 mg/kg/día por catorce días. En un estudio doble ciego se obtuvo disminución temporal de los síntomas y de eliminación de ooquistes, con posteriores recaídas después del tratamiento.49 La combinación de este medicamento con azitromicina en pacientes con VIH muestra resultados moderados.50

El tratamiento no específico depende del uso de antidiarreicos (loperamida, difenoxilato y opiáceos), del manejo nutricional y del reemplazo de líquidos. La diarrea mejora o desaparece con el tratamiento retroviral, en casos de sida, aun en presencia de Cryptosporidium.51

BIBLIOGRAFÍA

1. Nime FA, Burek JD, Page DL, Holscher MA, Yardley JH. Acute enterocolitis in a human being infected with the protozoan Cryptosporidium. Gastroenterology. 1976 Apr;70(4):592-8.

2. Peng MM, Xiao L, Freeman AR, Arrowood MJ, Escalante AA, Weltman AC, et al. Genetic polymorphism among Cryptosporidium parvum isolates: evidence of two distinct human transmission cycles. Emerg Infect Dis. 1997 Oct-Dec;3(4):567-73.

3. Adl SM, Simpson AG, Lane CE, Lukeš J, Bass D, Bows-er SS, et al. The revised classification of eukaryotes. J Eukaryot Microbiol. 2012 Sep;59(5):429-93.

4. Chen XM, Keithly JS, Paya CV, LaRusso NF. Cryptosporidiosis. N Engl J Med. 2002 May 30;346(22):1723-31.

5. Xiao L, Fayer R, Ryan U, Upton SJ. Cryptosporidium taxonomy: recent advances and implications for public health. Clin Microbiol Rev. 2004 Jan;17(1):72-97.

6. Tzipori S. Cryptosporidiosis in animals and humans. Microbiol Rev 1983; 47(1):84-96.

7. Genta RM, Chappell CL, White AC Jr, Kimball KT, Goodgame RW. Duodenal morphology and intensity of infection in AIDS-related intestinal cryptosporidiosis. Gastroenterology. 1993 Dec;105(6):1769-75.

8. Soto M, Velásquez G, Cuervo C, Galvis MT, Botero D. Criptosporidiosis respiratoria en un paciente con sida. Acta Med Colombia 1997;22:148-150.

9. Newman RD, Sears CL, Moore SR, Nataro JP, Wuhib T, Agnew DA, et al. Longitudinal study of Cryptosporidium infection in children in northeastern Brazil. J Infect Dis. 1999 Jul;180(1):167-75.

10. Okhuysen PC, Chappell CL, Sterling CR, Jakubowski W, DuPont HL. Susceptibility and serologic response of healthy adults to reinfection with Cryptosporidium parvum. Infect Immun. 1998 Feb;66(2):441-3.

11. Benhamou Y, Kapel N, Hoang C, Matta H, Meillet D, Magne D, et al. Inefficacy of intestinal secretory immune response to Cryptosporidium in acquired immunodeficiency syndrome. Gastroenterology. 1995 Mar;108(3):627-35.

12. Crawford FG, Vermund SH, Ma JY, Deckelbaum RJ. Asymptomatic cryptosporidiosis in a New York City day care center. Pediatr Infect Dis J. 1988 Nov;7(11):806-7.

13. DuPont HL, Chappell CL, Sterling CR, Okhuysen PC, Rose JB, Jakubowski W. The infectivity of Cryptosporidium parvum in healthy volunteers. N Engl J Med. 1995 Mar 30;332(13):855-9.

14. Jokipii L, Jokipii AM. Timing of symptoms and oocyst excretion in human cryptosporidiosis. N Engl J Med. 1986 Dec 25;315(26):1643-7.

15. Clavel A, Arnal AC, Sánchez EC, Cuesta J, Letona S, Amiguet JA, et al. Respiratory cryptosporidiosis: case series and review of the literature. Infection. 1996 Sep-Oct;24(5):341-6.

16. Gross TL, Wheat J, Bartlett M, O’Connor KW. AIDS and multiple system involvement with Cryptosporidium. Am J Gastroenterol. 1986 Jun;81(6):456-8.

17. Houpt ER, Bushen OY, Sam NE, Kohli A, Asgharpour A, Ng CT, et al. Short report: asymptomatic Cryptosporidium hominis infection among human immunodeficiency virus-infected patients in Tanzania. Am J Trop Med Hyg. 2005 Sep;73(3):520-2.

18. Leitch GJ, He Q. Cryptosporidiosis-an overview. J Biomed Res. 2012 Jan;25(1):1-16.

19. Garcia LS, Bruckner DA, Brewer TC, Shimizu RY. Techniques for the recovery and identification of Cryptosporidium oocysts from stool specimens. J Clin Microbiol. 1983 Jul;18(1):185-90.

20. Parisi MT, Tierno PM Jr. Evaluation of new rapid commercial enzyme immunoassay for detection of Cryptosporidium oocysts in untreated stool specimens. J Clin Microbiol. 1995 Jul;33(7):1963-5.

21. Vieira-Silva C, Ferreira MS, Gonçalves-Pires MRF, Costa-Cruz JM. Detection of Cryptosporidium – specific coproantigen in human immunodeficiency virus/acquired immunodeficiency syndrome patients by using a commercially available immunoenzymatic assay. Mem Inst Oswaldo Cruz 2003; 98:1097-99.

22. Arrowood MJ, Sterling CR. Comparison of conventional staining methods and monoclonal antibody-based methods for Cryptosporidium oocyst detection. J Clin Microbiol. 1989 Jul;27(7):1490-5.

23. Taguchi T, Shinozaki Y, Takeyama H, Haraguchi S, Yoshino M, Kaneko M, et al. Direct counting of Cryptosporidium parvum oocysts using fluorescence in situ hybridization on a membrane filter. J Microbiol Methods. 2006 Nov;67(2):373-80.

24. Bueno-Franco RM. Branco N, Guiguet-Leal, DA. Parasitologia ambiental: Métodos de concentracao e deteccao de Cryptosporidum spp. E. Giardia spp. Em amostras de água. Ver Patol Trop 2012;41(2):119-135.

25. Morgan UM, Pallant L, Dwyer BW, Forbes DA, Rich G, Thompson RC. Comparison of PCR and microscopy for detection of Cryptosporidium parvum in human fecal specimens: clinical trial. J Clin Microbiol. 1998 Apr;36(4):995-8.

26. Amar CF, Dear PH, McLauchlin J. Detection and identification by real time PCR/RFLP analyses of Cryptosporidium species from human faeces. Lett Appl Microbiol. 2004;38(3):217-22.

27. Robinson G, Elwin K, Chalmers RM. Unusual Cryptosporidium genotypes in human cases of diarrhea. Emerg Infect Dis. 2008 Nov;14(11):1800-2.

28. Fayer R, Ungar BL. Cryptosporidium spp. and cryptosporidiosis. Microbiol Rev. 1986 Dec;50(4):458-83.

29. Lengerich EJ, Addiss DG, Marx JJ, Ungar BL, Juranek DD. Increased exposure to cryptosporidia among dairy farmers in Wisconsin. J Infect Dis. 1993 May;167(5):1252-5.

30. MacKenzie WR, Schell WL, Blair KA, Addiss DG, Peterson DE, Hoxie NJ, et al. Massive outbreak of waterborne Cryptosporidium infection in Milwaukee, Wisconsin: recurrence of illness and risk of secondary transmission. Clin Infect Dis. 1995 Jul;21(1):57-62.

31. Kuhls TL, Mosier DA, Crawford DL, Griffis J. Seroprevalence of cryptosporidial antibodies during infancy, childhood, and adolescence. Clin Infect Dis. 1994 May;18(5):731-5.

32. Perez-Schael I, Boher Y, Mata L, Perez M, Tapia FJ. Cryptosporidiosis in Venezuelan children with acute diarrhea. Am J Trop Med Hyg. 1985 Jul;34(4):721-2.

33. Esteban JG, Aguirre C, Flores A, Strauss W, Angles R, Mas-Coma S. High Cryptosporidium prevalences in health Aymara children from the Northern Bolivian Altiplano. Am J Trop Med Hyg 1998; 58(1):50-5.

34. Weikel CS, Johnston LI, De Sousa MA, Guerrant RL. Cryptosporidiosis in northeastern Brazil: association with sporadic diarrhea. J Infect Dis. 1985 May;151(5):963-5.

35. Blanco RA. Diarrea y Cryptosporidium en Guatemala. Bol Med Hosp. Infant Mex 1988; 45(3):139-43.

36. Carreño M, Velasco C, Rueda E. Prevalencia de Cryptosporidium spp. En niños menores de 13 años con afecciones oncológicas. Colombia Méd 2002;36(2) Supl 1:6-9.

37. Siuffi M, Angulo M, Velasco C, López P, Dueñas V, Rojas C. Relación entre los niveles de carga viral y los niveles de linfocitos CD4 en el diagnóstico de Cryptosporidium spp. en heces de niños de la Clínica pediátrica de VIH/SIDA del Hospital Universitario del Valle, Cali, Colombia. Colombia Méd 2006;37(1):15-20.

38. Angel VE, Franco L, Jaramillo JC, Medina LA, Ochoa FL, Vélez AM, et al. Cryptosporidiosis en Medellín. Prevalencia de Cryptosporidium en muestras fecales diarreicas en 6 laboratorios de Medellín. Estudio de 10 casos. Biomédica 1985:5:53-61.

39. Botero JH, Castaño A, Montoya MN, Ocampo NE, Hurtado MI, Lopera MM. A preliminary study of the prevalence of intestinal parasites in immunocompromised patients with and without gastrointestinal manifestations. Rev Inst Med Trop S Paulo 2003;45(4):197-200.

40. Navarro-Martínez L, da Silva AJ, Botero JH, Montoya MN, del Aguila C, Bornay-Linares FJ. Cryptosporidiosis in HIV-positive patients from Medellín, Colombia. J Eukaryot Microbiol 2006;53(Suppl 1):S37-9.

41. Nair P, Mohamed JA, DuPont HL, Figueroa JF, Carlin LG, Jiang ZD, et al. Epidemiology of cryptosporidiosis in North American travelers to Mexico. Am J Trop Med Hyg. 2008 Aug;79(2):210-4.

42. Castillo R, Gilman R, Miranda E, Echeverria M, Lembcke J, Sterling C. Anticuerpos IgA secretorios de la leche materna preotectores contra la infección por Cryptosporidium parvum. Parasitol al Día 2001; 25:3-7.

43. Pelayo L, Nuñez FA, Rojas L, Wilke H, Furuseth Hansen E, Mulder B, et al. Molecular and epidemiological investigations of cryptosporidiosis in Cuban children. Ann Trop Med Parasitol. 2008 Dec;102(8):659-69.

44. Rossignol JF, Kabil SM, el-Gohary Y, Younis AM. Effect of nitazoxanide in diarrhea and enteritis caused by Cryptosporidium species. Clin Gastroenterol Hepatol. 2006 Mar;4(3):320-4.

45. Fox LM, Saravolatz LD. Nitazoxanide: a new thiazolide antiparasitic agent. Clin Infect Dis. 2005 Apr 15;40(8):1173-80.

46. Rossignol JF, Hidalgo H, Feregrino M, Higuera F, Gomez WH, Romero JL, et al. A double-’blind’ placebo-controlled study of nitazoxanide in the treatment of cryptosporidial diarrhoea in AIDS patients in Mexico. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1998 Nov-Dec;92(6):663-6.

47. Amadi B, Mwiya M, Musuku J, Watuka A, Sianongo S, Ayoub A, et al. Effect of nitazoxanide on morbidity and mortality in Zambian children with cryptosporidiosis: a randomised controlled trial. Lancet. 2002 Nov 2;360(9343):1375-80.

48. Botero D. Avances en el tratamiento de parasitosis intestinales. Biomédica 2007; 27 Supl 2:80-2.

49. White AC Jr, Chappell CL, Hayat CS, Kimball KT, Flanigan TP, Goodgame RW. Paromomycin for cryptosporidiosis in AIDS: a prospective, double-blind trial. J Infect Dis. 1994 Aug;170(2):419-24.

50. Smith HV, Corcoran GD. New drugs and treatment for cryptosporidiosis. Curr Opin Infect Dis. 2004 Dec;17(6):557-64.

51. Carr A, Marriott D, Field A, Vasak E, Cooper DA. Treatment of VIH-1-associated microsporidiosis and cryptosporidiosis with combination antiretroviral therapy. Lancet 1998; 351(9098):256-61.

Ciclosporiasis

Cyclospora cayetanensis es otra coccidia intestinal, ácido resistente, cuyos ooquistes miden de 8 a 10 µm, el doble de tamaño de los de Cryptosporidium. Se transmite por vía oral, principalmente, a través de aguas o vegetales. Se reproduce en el intestino delgado. La infección es asintomática o con diarrea, más intensa y prolongada en pacientes con sida. Predomina en países subdesarrollados, pero existen epidemias en Estados Unidos y otros países industrializados por consumo de alimentos, principalmente frambuesas importadas de zonas endémicas. El tratamiento de preferencia es trimetoprima-sulfametoxazol.

Agente causal. El nombre Cyclospora cayetanensis se dio en honor a la Universidad Cayetano Heredia de Perú, en donde se realizaron importantes investigaciones que llevaron al reconocimiento de este parásito como patógeno en 1993.1 Los ooquistes no esporulados en fresco muestran cuerpos esféricos (figura 3-20). Es un organismo cuyo ooquiste es ácido alcohol resistente, esférico y de 8 a 10 µm de diámetro (figura 3-21). Debe diferenciarse del ooquiste de Cryptosporidium, que mide de 4 a 5 µm. Cuando se hace el proceso de esporulación in vitro se encuentra que, en cada ooquiste, hay dos esporoquistes, cada uno de ellos con dos esporozoítos, a diferencia de otras coccidias que tienen cuatro esporozoítos en cada uno de los esporoquistes y Cryptosporidium, que presenta los cuatro esporozoítos sueltos en el ooquiste. La esporulación de Cyclospora es similar a la de Eimeria, una coccidia de animales que se realiza en el exterior del huésped y dura de una a dos semanas.2 Existen varias especies de Cyclospora en roedores, reptiles, monos, perros e invertebrados, las cuales son diferentes de la que afecta a los humanos, por lo cual la parasitosis no se clasifica como zoonosis.3 Ciclo de vida. Se ha comprobado que el ciclo completo se realiza en el huésped humano o en los reservorios, en forma asexuada y sexuada. El organismo se reproduce en las células del intestino delgado y se elimina como ooquiste, el cual infecta por vía oral a través de aguas o vegetales, principalmente hortalizas. No hay transmisión inmediata de persona a persona, puesto que el ooquiste requiere de un proceso de esporulación en el medio ambiente durante una a dos semanas antes de ser infectante.4


Figura 3-20. Cyclospora cayetanensis. Ooquiste no esporulado en fresco. Se observan cuerpos esféricos en su interior.

Original.

Patología y patogenia. Su localización es el intestino delgado, esencialmente el duodeno, donde produce eritema e inflamación, lo cual se ve por endoscopia. Las biopsias demuestran aplanamiento y atrofia de las vellosidades con hiperplasia de las criptas.5 El aspirado del material obtenido de las lesiones muestra los organismos en algunos casos. Este compromiso del intestino delgado proximal produce defectos de absorción, demostrados por la prueba de la D-xilosa. No se ha comprobado la invasión a otras vísceras, aunque existe una publicación de un caso con presencia del parásito en esputo y en materia fecal, el cual desapareció de ambas partes después del tratamiento adecuado.6 Hay pacientes con sida y ciclosporiasis intestinal que presentaban concomitantemente enfermedad biliar.7


Figura 3-21. Cyclospora cayetanensis. Ooquistes con coloración de Ziehl-Neelsen. A la izquierda, un ooquiste que no tomó el colorante; y a la derecha, está teñido del color rojo característico. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.

Manifestaciones clínicas. El período de incubación es de aproximadamente siete días. La mayoría de las infecciones son asintomáticas, pero cuando no lo es, la diarrea es lo principal, con intensidad y duración variables, generalmente prolongada, en la mayoría de los casos de inicio abrupto y, en ocasiones, con más de 10 deposiciones por día.8 En estos casos hay deshidratación y marcada adinamia. Se presenta dolor, náuseas y, ocasionalmente, vómitos acompañados de debilidad, anorexia, pérdida de peso y flatulencia. Es raro que se exista fiebre. La clínica mencionada corresponde a pacientes inmunocompetentes,9,10 pero en pacientes con sida, la diarrea y otra sintomatología son más intensas y prolongadas, a veces de varios meses.11 Aunque Cyclospora no se considera un agente oportunista en el sida, junto con la diabetes son factores de riesgo para que haya más sintomatología, puesto que se considera que, en la población general, el 70% de las personas con esta parasitosis son asintomáticas.4

Diagnóstico. La identificación de los ooquistes en materia fecal es el procedimiento más utilizado para confirmar el diagnóstico. El examen en fresco muestra los ooquistes redondeados, de pared gruesa y con gránulos en su interior.12 No se tiñen con lugol y la coloración adecuada es con Ziehl-Neelsen, que los colorea rosados o rojos (figura 3-21). Como para Cryptosporidium se recomienda hacer esta coloración sin calentar o usar la modificación de Kinyoun (ver el capítulo 18 de Técnicas de laboratorio). La principal diferencia con los ooquistes de Cryptosporidium es que los de Cyclospora miden el doble (8-10 µm). En el microscopio fluorescente presentan color verde por autofluorescencia (figura 3-22). Existe una prueba de PCR en tiempo real para detectar los parásitos.13-15 Esta parasitosis no se asocia al aumento de leucocitos en la materia fecal. El método de concentración de formol más éter es útil, así como la esporulación a temperatura ambiente en bicromato de potasio al 2,5%, lo cual sucede en cinco a 13 días. Por endoscopia se puede obtener material del duodeno para colorear, pero en la biopsia no se colorean bien con hematoxilina-eosina. No se utiliza el cultivo ni los métodos inmunológicos para el diagnóstico.16


Figura 3-22. Cyclospora cayetanensis. Ooquistes con autofluorescencia. (Aumento de 100X).

Original.

Epidemiología y prevención. Como todas las parasitosis de transmisión fecal oral, la ciclosporiasis es más frecuente en los países subdesarrollados y en zonas con deficiente saneamiento ambiental, mala higiene y hacinamiento. Se ha descrito en la mayoría de los países de América Latina y la prevalencia en la población general varía del 2% al 20%, según los grupos estudiados.17 La mayoría de los casos se presentan después de épocas lluviosas y en los meses más calientes de diciembre a junio.18 La frecuencia de la diarrea varía entre el 1% y el 10%.17 Existen brotes epidémicos en personas consumidoras de alimentos crudos contaminados y aguas no tratadas, que se pueden diagnosticar mediante la PCR.19,20

En varios países latinoamericanos se ha estudiado esta parasitosis.19-22 Su epidemiología se describe detalladamente en Guatemala y Perú.23,24 En Colombia, se han estudiado casos de ciclosporiasis desde el año 2000.10,25 En el 2006 se publicó el estudio de un brote epidémico en Medellín con 31 pacientes positivos que se alimentaron en una cafetería.26

En los países desarrollados se conoce la parasitosis en viajeros que regresan de zonas endémicas y se describieron más de 10 brotes epidémicos en Estados Unidos y Canadá, que afectaron aproximadamente 1.500 personas por consumo de frambuesas importadas de Guatemala, las cuales fueron rociadas con aguas contaminadas o con insecticidas diluidos en esas aguas.27-29

Algunas diferencias importantes en la epidemiología y en la sintomatología de ciclosporiasis y criptosporidiosis se resumen en la tabla 3-1.

Tratamiento. El medicamento de preferencia es trimetoprima-sulfametoxazol, que se presenta en tabletas de 80 mg y 400 mg, o también 160 mg y 800 mg de trimetoprima y sulfametoxazol, respectivamente. La suspensión tiene, por cada 5 mL, 40 mg y 200 mg, y también hay otra presentación con 80 mg y 400 mg, respectivamente. La dosis para adultos y niños mayores de 12 años es de dos tabletas de la primera presentación o una tableta de la segunda, dos veces al día, por siete a diez días. En niños, se usa la dosis de 6 mg/kg de trimetoprima y de 30 mg/kg/día de sulfametoxazol, divididas en dos dosis diarias por siete a diez días.11,30,31 Como alternativa se sugiere la nitazoxanida.32

BIBLIOGRAFÍA

1. Ortega YR, Sterling CR, Gilman RH, Cama VA, Díaz F. Cyclospora species--a new protozoan pathogen of humans. N Engl J Med. 1993 May 6;328(18):1308-12.

2. Relman DA, Schmidt TM, Gajadhar A, Sogin M, Cross J, Yoder K, et al. Molecular phylogenetic analysis of Cyclospora, the human intestinal pathogen, suggests that it is closely related to Eimeria species. J Infect Dis. 1996 Feb;173(2):440-5.

3. Eberhard ML, da Silva AJ, Lilley BG, Pieniazek NJ. Morphologic and molecular characterization of new Cyclospora species from Ethiopian monkeys: C. cercopitheci sp.n., C. colobi sp.n., and C. papionis sp.n. Emerg Infect Dis. 1999 Sep-Oct;5(5):651-8.

4. Legua P, Seas C. Cystoisospora and cyclospora. Curr Opin Infect Dis. 2013 Oct;26(5):479-83.

5. Sun T, Ilardi CF, Asnis D, Bresciani AR, Goldenberg S, Roberts B, et al. Light and electron microscopic identification of Cyclospora species in the small intestine. Evidence of the presence of asexual life cycle in human host. Am J Clin Pathol. 1996 Feb;105(2):216-20.

6. Di Gliullo AB, Cribari MS, Bava AJ, Cicconetti JS, Collazos R. Cyclospora cayetanensis in sputum and stool samples. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2000 Mar-Apr;42(2):115-7.

7. Sifuentes-Osornio J, Porras-Cortés G, Bendall RP, Morales-Villarreal F, Reyes-Terán G, Ruiz-Palacios GM. Cyclospora cayetanensis infection in patients with and without AIDS: biliary disease as another clinical manifestation. Clin Infect Dis. 1995 Nov;21(5):1092-7.

8. Maggi P, Brandonisio O, Larocca AM, Rollo M, Panaro MA, Marangi A, et al. Cyclospora in AIDS patients: not always an agent of diarrhoic syndrome. New Microbiol. 1995 Jan;18(1):73-6.

9. Bendall RP, Lucas S, Moody A, Tovey G, Chiodini P. Diarrhoea associated with cyanobacterium-like bodies: A new coccidian enteritis of man. Lancet 1993;341-590-2.

10. Agudelo P, Restrepo M, Galvis MT, Botero D. Infección por Cyclospora sp. en tres pacientes inmunocompetentes. Biomédica 2000;20:25-32.

11. Pape JW, Verdier RI, Boncy M, Boncy J, Johnson WD Jr. Cyclospora infection in adults infected with HIV. Clinical manifestations, treatment, and prophylaxis. Ann Intern Med. 1994 Nov 1;121(9):654-7.

12. Eberhard ML, Pieniazek NJ, Arrowood MJ. Laboratory diagnosis of Cyclospora infections. Arch Pathol Lab Med. 1997 Aug;121(8):792-7.

13. Varma M, Hester JD, Schaefer FW 3rd, Ware MW, Lindquist HD. Detection of Cyclospora cayetanensis using a quantitative real-time PCR assay. J Microbiol Methods. 2003 Apr;53(1):27-36.

14. Verweij JJ, Laeijendecker D, Brienen EA, van Lieshout L, Polderman AM. Detection of Cyclospora cayetanensis in travellers returning from the tropics and subtropics using microscopy and real-time PCR. Int J Med Microbiol. 2003 Jun;293(2-3):199-202.

15. Madico G, McDonald J, Gilman RH, Cabrera L, Sterling CR. Epidemiology and treatment of Cyclospora cayetanensis infection in Peruvian children. Clin Infect Dis. 1997 May;24(5):977-81.

16. Ortega YR, Sanchez R. Update on Cyclospora cayetanensis, a food-borne and waterborne parasite. Clin Microbiol Rev. 2010 Jan;23(1):218-34.

17. Eberhard ML, Nace EK, Freeman AR, Streit TG, da Silva AJ, Lammie PJ. Cyclospora cayetanensis infections in Haiti: a common occurrence in the absence of watery diarrhea. Am J Trop Med Hyg. 1999 Apr;60(4):584-6.

18. Kaminsky RG, Lagos J, Raudales Santos G, Urrutia S. Marked seasonality of Cyclospora cayetanensis infections: ten-year observation of hospital cases, Honduras. BMC Infect Dis. 2016 Feb 4;16:66.

19. Mundaca CC, Torres-Slimming PA, Araujo-Castillo RV, Morán M, Bacon DJ, Ortega Y, et al. Use or PCR to improve diagnostic yield in an outbreak of cyclosporidiasis in Lima, Perú. Trans R Soc Trop Med Hyg 2008;102:712-7.

20. Ortega YR, Roxas CR, Gilman RH, Miller NJ, Cabrera L, Taquiri C, et al. Isolation of Cryptosporidium parvum and Cyclospora cayetanensis from vegetables collected in markets of an endemic region in Peru. Am J Trop Med Hyg. 1997 Dec;57(6):683-6.

21. Chacin-Bonilla AB, Estevez J, Monsalve F, Quijada L. Cyclospora cayetanensis infections among diarrheal patients from Venezuela. Am J Trop Med Hyg 2001;65:351-4.

22. Escobedo AA, Núñez FA. Prevalence of intestinal parasites in Cuban acquired immunodeficiency syndrome (AIDS) patients. Acta Trop. 1999 Jan 15;72(1):125-30.

23. Bern C, Hernandez B, Lopez MB, Arrowood MJ, De Merida AM, Klein RE. The contrasting epidemiology of Cyclospora and Cryptosporidium among outpatients in Guatemala. Am J Trop Med Hyg. 2000 Nov-Dec;63(5-6):231-5.

24. Bern C, Ortega Y, Checkley W, Roberts JM, Lescano AG, Cabrera L, et al. Epidemiologic differences between cyclosporiasis and cryptosporidiosis in Peruvian children. Emerg Infect Dis. 2002 Jun;8(6):581-5.

25. Villegas S, Arango A. Presentación de casos. Cyclospora cayetanensis. Acta Med Colombia 2000;25:84-6.

26. Botero-Garcés J, Montoya-Palacio MN, Barguil JI, Castaño-González A. Brote epidémico por Cyclospora cayetanensis in Medellín, Colombia. Rev Salud Publ 2006;8:258-8.

27. Herwaldt BL, Ackers ML. An outbreak in 1996 of cyclosporiasis associated with imported raspberries. The Cyclospora Working Group. N Engl J Med. 1997 May 29;336(22):1548-56.

28. Herwaldt BL. Cyclospora cayetanensis: a review, focusing on the outbreaks of cyclosporiasis in the 1990s. Clin Infect Dis. 2000 Oct;31(4):1040-57.

29. Ho AY, Lopez AS, Eberhart MG, Levenson R, Finkel BS, da Silva AJ, et al. Outbreak of cyclosporiasis associated with imported raspberries, Philadelphia, Pennsylvania, 2000. Emerg Infect Dis. 2002 Aug;8(8):783-8.

30. Hoge CW, Shlim DR, Ghimire M, Rabold JG, Pandey P, Walch A, et al. Placebo-controlled trial of co-trimoxazole for Cyclospora infections among travellers and foreign residents in Nepal. Lancet. 1995 Mar 18;345(8951):691-3.

31. Verdier RI, Fitzgerald DW, Johnson WD Jr, Pape JW. Trimethoprim-sulfamethoxazole compared with ciprofloxacin for treatment and prophylaxis of Isospora belli and Cyclospora cayetanensis infection in HIV-infected patients. A randomized, controlled trial. Ann Intern Med. 2000 Jun 6;132(11):885-8.

32. Fox LM, Saravolatz LD. Nitazoxanide: a new thiazolide antiparasitic agent. Clin Infect Dis. 2005 Apr 15;40(8):1173-80.

Cistoisosporiasis

Esta tercera coccidiosis ha tomado importancia en los últimos años por ser oportunista en pacientes inmunodeficientes, en los cuales causa enfermedad. Aunque es poco diagnosticada en algunas regiones, la cistoisosporiasis se encuentra cada vez que se busca en los exámenes coprológicos, aunque su prevalencia es baja. Se transmite por ingestión de ooquistes eliminados en materias fecales. Produce inflamación intestinal y eosinofilia. El tratamiento es con trimetoprima-sulfametoxazol.

Agente causal. Cystoisospora belli es un protozoo de la subclase Coccidia, para el cual el hombre es el único huésped definitivo. Habita en el intestino delgado, donde tiene reproducción sexual y asexual. Se elimina con las materias fecales en forma de ooquiste, de color blanco transparente, con membrana delgada y oval. Mide aproximadamente 23 por 13 µm. En el momento de la eliminación contiene una masa granulosa llamada esporoblasto (figuras 3-23). Cuando se hace la tinción de Ziehl-Neelsen se observa el esporoblasto de color rojo, pero si el paciente está en tratamiento se ve una coloración defectuosa (figura 3-24). El esporoblasto se divide en dos en el medio ambiente, cada uno de los cuales produce una membrana para constituir dos esporoquistes (figura 3-25). En el interior de cada esporoquiste se forman cuatro esporozoítos fusiformes.1


Figura 3-23. Cystoisospora belli. Ooquiste con un solo esporoblasto en un examen en fresco de materias fecales. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.

Tabla 3-1. Diferencias en la epidemiología y en la sintomatología de ciclosporiasis y criptosporidiosis.


Figura 3-24. Cystoisospora belli. Ooquiste inmaduro con coloración Ziehl-Neelsen. a. Lado izquierdo, es atípico, así se ve cuando está el paciente con tratamiento; b. Lado derecho, ooquiste típico con esporoblasto de color rojo. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.


Figura 3-25. Cystoisospora belli. Ooquiste maduro con dos esporoquistes de pared gruesa. Contraste de fase.

Cortesía: Miguel F. Torres, Departamento de microbiología, Escuela de Química Biológica, USAC, Guatemala.

Ciclo de vida. La transmisión se hace por vía oral al ingerir ooquistes maduros (figura 3-25). En la región duodenoyeyunal se produce desenquistación y se liberan los esporozoítos que invaden las células epiteliales (enterocitos), donde se reproducen asexualmente para formar merozoítos que infectan nuevas células. Algunos merozoítos están determinados para iniciar la reproducción sexual para lo cual se convierten en gametocitos macho y hembra que, a su vez, pasan a micro y macrogametos con capacidad de fertilización. La unión de estas células origina un zigoto que se transforma en ooquiste y constituye la forma que se observa en el examen coprológico. Este ooquiste madura en el medio ambiente para formar, en su interior, dos esporoquistes. Este estado es la forma infectante.2

Patología y patogenia. Los parásitos se localizan dentro de las células epiteliales del intestino delgado, las cuales se destruyen con producción de reacción inflamatoria y abundantes eosinófilos. La mucosa intestinal puede aplanarse y sufrir algún grado de necrosis. La invasión puede llegar a la lámina propia y al intestino grueso. Existe un caso con invasión a ganglios linfáticos mesentéricos y traqueobronquiales en un paciente con sida.3 Otro caso correspondió a un linfoma no Hodgkin con presencia de Cystoisospora en los tejidos.4 Se publicó, igualmente, un caso de colecistitis calculosa con presencia de Cystoisospora en un paciente con sida.5 En los pacientes con sida, las lesiones intestinales son más intensas y de mayor duración. Dentro de las células intestinales se encuentran los merozoítos, los gametocitos y los ooquistes en desarrollo. En las vellosidades se describe acortamiento y en las criptas hiperplasia e infiltrado eosinofílico.6

Manifestaciones clínicas. Debe diferenciarse la clínica en personas con estado inmunitario normal y en aquellas con inmunodeficiencias. En las primeras, la cistoisosporiasis es generalmente autolimitada y puede ser asintomática; cuando hay sintomatología, consiste en dolor abdominal, náuseas, vómito y meteorismo, diarrea, anorexia y pérdida de peso; en algunos casos hay fiebre leve durante los primeros días. La presencia de hipereosinofilia circulante, usualmente de más del 15%, se presenta en un poco más de la mitad de los pacientes con esta parasitosis; es la única protozoosis intestinal con esta característica.7 En pacientes inmunocompetentes que viajan a países endémicos, esta parasitosis puede causar diarrea de los viajeros.8,9 En las segundas, las personas inmunocomprometidas, la sintomatología es más intensa y duradera; la diarrea es acuosa y muchas veces intensa, de duración prolongada o con recurrencias frecuentes; hay dolor abdominal severo, vómito (en algunas ocasiones) y síntomas generales como debilidad, anorexia y enflaquecimiento.10 Se ha informado parasitemia en un paciente con sida.11

Diagnóstico. La parasitosis se comprueba por el hallazgo de ooquistes en el examen en fresco o con coloraciones en las materias fecales o en el contenido duodenal. Se pueden ver las formas inmadura o madura (figuras 3-23 y 3-25). Por ser transparentes, se requiere experiencia en la identificación. En el comienzo de la enfermedad pueden no encontrarse los ooquistes, los cuales aparecen, usualmente, a partir del quinto día. Frecuentemente, se observan cristales de Charcot Leyden (ver el capítulo 18 de Técnicas de laboratorio) que se originan en la destrucción de los eosinófilos. Los ooquistes son ácido alcohol resistentes y se tiñen de rojo por la coloración de Ziehl-Neelsen, lo cual facilita la observación microscópica (figura 3-24). Los métodos de concentración son útiles, especialmente la flotación con sulfato de zinc (método de Faust) o con azúcar (método de Sheather). La maduración de los ooquistes se obtiene in vitro, entre la lámina y la laminilla, con dicromato de potasio al 2,5% (ver capítulo 18 de Técnicas de laboratorio).

En materias fecales, se pueden ver los ooquistes de Cystoisospora por su autofluorescencia, igual que para Cyclospora.12,13 La biopsia duodenal permite el diagnóstico y se utiliza principalmente en casos de sida. No son útiles los estudios serológicos.

Epidemiología y prevención. La cistoisosporiasis es una parasitosis transmitida de persona a persona por contaminación fecal. En los países en desarrollo influyen todos los factores mencionados en amebiasis, que facilitan la contaminación personal y del ambiente.6,14 En estos países y en los desarrollados, la mayor importancia corresponde a la transmisión entre homosexuales y en pacientes inmunosuprimidos.15 La importancia actual de esta parasitosis radica en la capacidad del agente causal de actuar como invasor oportunista. La progresiva diseminación del sida va paralela al diagnóstico de mayor número de casos de cistoisosporiasis. La prevalencia es mundial, pero la mayor frecuencia se relaciona con la existencia de personal entrenado en su diagnóstico. Estudios en pacientes con sida revelan casos en todos los países donde se busca. La prevención se basa en todas las medidas generales aplicables a las enfermedades de origen fecal. Las frecuentes recaídas en casos de sida se previenen con trimetoprima-sulfametoxazol.16

Tratamiento. La combinación de trimetoprima-sulfametoxazol es el tratamiento de preferencia. La dosis para adultos es de 160 mg de trimetoprima y de 800 mg sulfametoxazol, cuatro veces al día por 10 a 14 días. En los niños, la dosis es de 8 mg/kg de trimetoprima y de 40 mg de sulfametoxazol, dos a cuatro veces al día por el mismo tiempo. Este medicamento se presenta, respectivamente, en comprimidos de 80 mg y 400 mg, de 160 mg y 800 mg; en suspensión de 40 mg y 200 mg, también con 80 mg y 400 mg por cada 5 mL. Como profiláctico en casos de sida se usa un comprimido de los de mayor concentración tres veces por semana.17 Este esquema sirve, asimismo, como profiláctico para Pneumocystis jirovecii. Cuando hay inmunosupresión iatrogénica asociada a esta parasitosis, la suspensión de los medicamentos inmunosupresores, por lo regular, hace desaparecer la infección. Otro tratamiento profiláctico efectivo es la combinación de sulfadoxina-pirimetamina en dosis de 500 mg de la primera y de 25 mg de la segunda, una vez por semana. En pacientes sensibles a las sulfas se usa pirimetamina sola para tratamiento y para prevención.18 Una investigación en Honduras demostró que, de 89 pacientes con C. belli, 19 eliminaron quistes de este parásito durante varios meses a pesar del tratamiento con trimetroprima-sulfametoxazol.19

BIBLIOGRAFÍA

1. Goodgame RW. Understanding intestinal spore-forming protozoa: Cryptosporidia, Microsporidia, Isospora, and Cyclospora. Ann Intern Med. 1996 Feb 15;124(4):429-41.

2. Curry A, Smith HV. Emerging pathogens: Isospora, Cyclospora and Microsporidia. Parasitology. 1998;117 Suppl:S143-59.

3. Restrepo C, Macher AM, Radany EH. Disseminated extraintestinal isosporiasis in a patient with acquired immune deficiency syndrome. Am J Clin Pathol. 1987 Apr;87(4):536-42.

4. Resiere D, Vantelon JM, Bourée P, Chachaty E, Nitenberg G, Blot F. Isospora belli infection in a patient with non-Hodgkin’s lymphoma. Clin Microbiol Infect. 2003 Oct;9(10):1065-7.

5. Benator DA, French AL, Beaudet LM, Levy CS, Orenstein JM. Isospora belli infection associated with acalculous cholecystitis in a patient with AIDS. Ann Intern Med. 1994 Nov 1;121(9):663-4.

6. Rao ACK, Geethaa V, Ranjini-Kudvaa S, Vichyalakshmi S, Rupashree S. Histology as diagnostic tool for intestinal isosporiasis. Asian Pacific J Trop Dis 2012 Mar;2(3):251-2.

7. Sagua H, Soto J, Délano B, Fuentes A, Becker P. Brote epidémico de isosporosis por Isospora belli en la ciudad de Antofagasta, Chile. Consideraciones sobre 90 casos diagnosticados en 3 meses. Bol Chile Parasitol 1978;33:8-12.

8. Shaffer N, Moore L. Chronic travelers’ diarrhea in a normal host due to Isospora belli. J Infect Dis. 1989 Mar;159(3):596-7.

9. Goodgame R. Emerging Causes of Traveler’s Diarrhea: Cryptosporidium, Cyclospora, Isospora and Microsporidia. Curr Infect Dis Rep. 2003 Feb;5(1):66-73.

10. DeHovitz JA, Pape JW, Boncy M, Johnson WD Jr. Clinical manifestations and therapy of Isospora belli infection in patients with the acquired immunodeficiency syndrome. N Engl J Med. 1986 Jul 10;315(2):87-90.

11. Velásquez JN, di Risio CA, Etchart CB, Chertcoff AV, Nigro MG, Pantano ML, Ledesma BA, et al. First report of Cystoisospora belli parasitemia in a patient with acquired immunodeficiency syndrome. Acta Parasitol. 2016 Jan;61(1):172-7.

12. Berlin OG, Conteas CN, Sowerby TM. Detection of Isospora in the stools of AIDS patients using a new rapid autofluorescence technique. AIDS. 1996 Apr;10(4):442-3.

13. Bialek R, Binder N, Dietz K, Knobloch J, Zelck UE. Comparison of autofluorescence and iodine staining for detection of Isospora belli in feces. Am J Trop Med Hyg. 2002 Sep;67(3):304-5.

14. Murphy SC, Hoogestraat DR, Sengupta DJ, Prentice J, Chakrapani A, Cookson BT. Molecular diagnosis of cystoisosporiasis using extended-range PCR screening. J Mol Diagn. 2011 May;13(3):359-62.

15. Kaminsky RG. Isospora belli en Honduras. Parasitol al Día 1990;14:73-8.

16. Sorvillo FJ, Lieb LE, Seidel J, Kerndt P, Turner J, Ash LR. Epidemiology of isosporiasis among persons with acquired immunodeficiency syndrome in Los Angeles County. Am J Trop Med Hyg. 1995 Dec;53(6):656-9.

17. Verdier RI, Fitzgerald DW, Johnson WD Jr, Pape JW. Trimethoprim-sulfamethoxazole compared with ciprofloxacin for treatment and prophylaxis of Isospora belli and Cyclospora cayetanensis infection in HIV-infected patients. A randomized, controlled trial. Ann Intern Med. 2000 Jun 6;132(11):885-8.

18. Weiss LM, Perlman DC, Sherman J, Tanowitz H, Wittner M. Isospora belli infection: treatment with pyrimethamine. Ann Intern Med. 1988 Sep 15;109(6):474-5.

19. Kaminsky RG, Reyes-García SZ. Update of human infections caused by Cryptosporidium spp. and Cystoisospora belli, Honduras. Clin Microbiol 2017;6:4.

Sarcocistosis

Es la cuarta coccidiosis humana que se menciona. Tiene mayor importancia en la Medicina Veterinaria que en la human, los parásitos se alojan en el intestino o en los músculos. En los humanos, producen un síndrome digestivo diarreico o un síndrome muscular doloroso. El diagnóstico se hace por la presencia de esporoquistes en la materia fecal o por biopsia muscular donde se encuentran quistes; no hay un tratamiento específico para ninguna de las formas clínicas.

Esta parasitosis, llamada también sarcosporidiosis, es producida con varias especies de Sarcocystis, antes llamado Isospora hominis, otra coccidia que tiene reproducción sexual en el intestino de los carnívoros (huéspedes definitivos) y reproducción asexual en los músculos de herbívoros (huéspedes intermediarios). El hombre raramente se infecta por Sarcocystis, pero cuando sucede actúa como huésped definitivo (invasión intestinal) o como huésped intermediario (invasión muscular). En las dos circunstancias se producen síndromes diferentes clínica y epidemiológicamente.

Síndromes. La sintomatología se agrupa en dos síndromes diferentes:

Síndrome digestivo. Se origina cuando el hombre ingiere carne cruda o mal cocida que contenga sarcoquistes procedentes de ganado vacuno (Sarcocystis bovihominis) o de ganado porcino (S. suihominis). Los quistes en el músculo de estos animales están repletos de bradizoítos (figura 3-26) que se liberan en el intestino delgado del hombre, penetran las células intestinales y se convierten en células sexuadas masculinas y femeninas (microgametos y macrogametos), los cuales originan ooquistes que, usualmente, se rompen en el intestino mismo y liberan dos esporoquistes. Los esporoquistes en las materias fecales son los que permiten el diagnóstico.

Los casos de sarcocistosis intestinal son pocos.1 En infecciones en voluntarios pueden ser asintomáticas o pueden manifestarse por dolor abdominal, diarrea y vómito.2 Es una enfermedad autolimitada para la cual no se acostumbra hacer tratamiento antiparasitario. Dentro de las características epidemiológicas se acepta que los esporoquistes eliminados en las materias fecales humanas son infectantes para vacunos o porcinos, pero no para la especie humana. La prevención de la sarcocistosis intestinal humana se hace con buena cocción de la carne.3


Figura 3-26. Sarcocystis. Quiste repleto de bradizoítos en músculo.

Cortesía: Alejandro Vélez, Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.

Síndrome muscular. Se presenta muy raramente, cuando el hombre ingiere esporoquistes en alimentos contaminados con materias fecales, procedentes de personas o de animales con sarcocistosis intestinal. En este caso, el hombre es un huésped intermediario aberrante que desarrolla formas asexuadas por esquizogonia en los músculos. Los quistes de 300 µm por 100 µm son bien tolerados y se encuentran, ocasionalmente, en biopsias o en autopsias. Hasta 1979, se habían recopilado únicamente 35 casos de sarcocistosis muscular humana con siete grupos morfológicos diferentes, todos de origen zoonótico.4

Al desintegrarse los quistes se puede producir miositis con fiebre, mialgias, broncoespasmo, prurito, linfadenopatías y nódulos subcutáneos asociados con eosinofilia.5-7 Se presenta eritrosedimentación elevada y altos valores de creatinquinasa. En biopsias de músculo esquelético se encuentran los quistes que deben diferenciarse con los de Toxoplasma, que son más pequeños, y con los de Trypanosoma cruzi, en cuyos parásitos se observa el cinetoplasto.3 Para su tratamiento se utiliza albendazol, pero su eficacia no está comprobada. Los corticosteroides pueden utilizarse como antinflamatorios.

BIBLIOGRAFÍA

1. Fayer R, Esposito DH, Dubey JP. Human infections with Sarcocystis species. Clin Microbiol Rev. 2015 Apr;28(2):295-311.

2. Agholi M, Heidarian HR, Moghadami M, Hatam GR. First detection of acalculous cholecystitis associated with Sarcocystis infection in a patient with AIDS. Acta Parasitol. 2014 Jun;59(2):310-5.

3. Ahmadi MM, Hajimohammadi B, Eslami G, Oryan A, Yasini Ardakani SA, Zohourtabar A, et al. First identification of Sarcocystis hominis in Iranian traditional hamburger. J Parasit Dis. 2015 Dec;39(4):770-2.

4. Pathmanathan R, Kan SP. Three cases of human Sarcocystis infection with a review of human muscular sarcocystosis in Malaysia. Trop Geogr Med. 1992 Jan;44(1-2):102-8.

5. Esposito DH, Stich A, Epelboin L, Malvy D, Han PV, Bottieau E, et al. Acute muscular sarcocystosis: an international investigation among ill travelers returning from Tioman Island, Malaysia, 2011-2012. Clin Infect Dis. 2014 Nov 15;59(10):1401-10.

6. Beaver PC, Gadgil K, Morera P. Sarcocystis in man: a review and report of five cases. Am J Trop Med Hyg. 1979 Sep;28(5):819-44.

7. Arness MK, Brown JD, Dubey JP, Neafie RC, Granstrom DE. An outbreak of acute eosinophilic myositis attributed to human Sarcocystis parasitism. Am J Trop Med Hyg. 1999 Oct;61(4):548-53.

MIXOBOLIASIS

Myxobolus es un parásito de los músculos de los peces que se transmite entre ellos por esporos en la materia fecal. Existen algunos casos en humanos por ingestión de carne de peces infectados, en los cuales la capacidad patogénica del parásito no está esclarecida. Los casos humanos se encuentran por la similitud de los esporos de Myxobolus con quistes de Giardia en la materia fecal.

El filo Myxozoa incluye varios géneros de parásitos de vertebrados inferiores, principalmente peces y anfibios, en los que producen enfermedad. Existen aproximadamente 800 especies transmitidas a través de esporos que entran por vía oral. Un género del mismo filo es Myxobolus sp., que se encuentra en materia fecal humana en forma de esporos ovalados con forma y tamaño semejantes a quistes de Giardia, con una membrana externa gruesa y de 11 a 12 µm de largo por 4 µm de ancho. Se diferencian de Giardia, porque los esporos de Myxobolus tienen dos elementos piriformes paralelos en uno de los extremos, que son las cápsulas polares. Para la clasificación de la especie se requieren estudios en el microscopio electrónico o secuenciación de ácido ribonucleico (ARN). Se tiñen con Ziehl-Neelsen y se pueden recuperar de la materia fecal en concentración con formol más éter o formol más gasolina.2

Los esporos encontrados en la materia fecal humana provienen de la ingestión de pescados infectados; estos esporos pueden volver a salir espontáneamente sin colonizar el intestino como se ha publicado en los casos asintomáticos descritos en Venezuela y Australia.2,3 En Egipto, se describió la presencia de este parásito en tres pacientes inmunocomprometidos que presentaban diarrea; los tres tenían concomitantemente otros parásitos que podían ser también la causa de la diarrea.4 En Colombia, se describió un caso en un paciente adulto con sida que presentaba diarrea acuosa de 10 meses de duración, sin sangre ni moco y con una frecuencia de 30 deposiciones al día. El examen coprológico reveló, además de los esporos de Myxobolus, la presencia de Cystoisospora, Strongyloides, Hymenolepis y Ascaris, por lo cual es imposible atribuir a Myxobolus la capacidad patogénica en este caso (figura 3-27). En el Instituto Colombiano de Medicina Tropical en Medellín, se encontraron varios casos humanos de Myxobolus, uno de los cuales presentó diarrea crónica en ausencia de otros parásitos intestinales e historia de haber ingerido carne de pescado de río, aunque se puede concluir que la parasitosis por Myxobolus hubiera sido la causa de la diarrea.5


Figura 3-27. Myxobolus. Se observan dos cápsulas polares piriformes en uno de los extremos. Preparación con lugol y amplificación de 40X.

Original.

BIBLIOGRAFÍA

1. Rivero Z. Myxobolus sp., versus Giardia lamblia, controversias en el diagnóstico (Mini-revisión). Kasmera 2003;31:39-43.

2. Boreham RE, Hendrick S, O’Donoghue PJ, Stenzel DJ. Incidental finding of Myxobolus spores (protozoa: Myxozoa) in stool samples from patients with gastrointestinal symptoms. J Clin Microbiol. 1998 Dec;36(12):3728-30.

3. Hessen EM, Zamzame ML. Myxobolus sp: a possible new opportunistic parasite in immunocompromized patients in Ismailia. J Egypt Soc Parasitol. 2004 Dec;34(3):925-30.

4. Moncada LI, López MC, Murcia MI, Nicholls S, León F, Guío OL, et al. Myxobolus sp., another opportunistic parasite in immunosuppressed patients? J Clin Microbiol. 2001 May;39(5):1938-40.

5. Bradbury RS, Barbé B, Jacobs J, Jallow AT, Camara KC, Colley M, et al. Enteric pathogens of food sellers in rural Gambia with incidental finding of Myxobolus species (Protozoa: Myxozoa). Trans R Soc Trop Med Hyg. 2015 May;109(5):334-9.

MICROSPORIDIOSIS INTESTINAL

Los dos principales microsporidios intestinales son Enterocytozoon bieneusi y Encephalitozoon intestinalis (Septata), aunque se han descrito algunos casos por otros microsporidios. Estos microsporidios se tratan en conjunto con los otros de diferente localización en el capítulo 10: Otras parasitosis por protozoos.

FLAGELADOS NO PATÓGENOS


Chilomastix mesnili

Su prevalencia es aproximadamente de 1% a 3%. Habita en el colon de animales y del hombre sin producir enfermedad. El trofozoíto es piriforme, con la extremidad posterior aguda y curva. Mide de 10 a 15 µm de largo por 3 a 10 µm de ancho. Presenta un surco en forma de espiral a lo largo del cuerpo, que es visible en preparaciones en fresco cuando el parásito está móvil. Este movimiento es de traslación y rotación. En el extremo anterior tiene una depresión equivalente al citostoma o boca. El núcleo está en el extremo anterior y cerca se encuentran los cinetoplastos, de donde emergen cuatro flagelos, uno de ellos más largo (figura 3-4 y figura 3-28). Los trofozoítos salen al exterior con materias fecales blandas o líquidas. Los quistes aparecen solo en las materias fecales sólidas o blandas; su tamaño es de 6 a 9 µm, su forma es generalmente redondeada o piriforme, con una pequeña prominencia, por lo cual se describe como en forma de limón. Poseen doble membrana gruesa y un núcleo, además de las estructuras rudimentarias del citoplasma (figura 3-29). Los quistes son la forma infectante de este protozoo al entrar por vía oral. La epidemiología es semejante a la de las amebas intestinales. Este parásito no requiere tratamiento.

Trichomonas hominis

Protozoo localizado en colon del hombre y de algunos animales. Se clasifica actualmente con el nombre de Pentatrichomonas hominis debido a que la mayoría de los trofozoítos presentan cinco flagelos anteriores. La prevalencia es aproximadamente del 2%. No se conocen quistes y las formas trofozoíticas son las infectantes. Miden de 5 a 14 µm, de forma redondeada u oval y presentan, además de los flagelos, una membrana ondulante que llega hasta la parte media del cuerpo. Un sexto flagelo bordea la membrana ondulante y se prolonga por el extremo posterior (figuras 3-4 y 3-30). En su interior existe un núcleo y un axostilo. Aunque se encuentran principalmente en heces líquidas o blandas, no se consideran causa de diarrea u otra enfermedad. El diagnóstico se hace por identificación de los trofozoítos móviles, con movimiento vibratorio.


Figura 3-28. Chilomastix mesnili. Trofozoíto con coloración con hematoxilina férrica. El núcleo se destaca en la parte superior. La extremidad posterior termina en punta. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.


Figura 3-29. Chilomastix mesnili. Quistes en forma de limón con lugol; a la izquierda, con bajo aumento; a la derecha, con alto aumento. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.


Figura 3-30. Pentatrichomonas hominis (Trichomonas hominis). A la izquierda el trofozoíto, teñido con coloración tricrómica, se ve el núcleo y, por debajo, el axostilo. A la derecha, con la coloración de hematoxilina férrica, se observa el núcleo y, en la parte superior, los flagelos. (La barra de la foto mide 10 micras).

Cortesía: OMS.

Trichomonas tenax

Este protozoo se encuentra en la boca, más abundante entre los dientes y las encías, asimismo en caries dentales y criptas amigdalinas. Se reproduce por división binaria, puesto que no posee quiste. Su transmisión se hace directamente por la saliva. El trofozoíto mide de 5 a 16 µm de largo, es ovalado, presenta cuatro flagelos anteriores y un quinto flagelo que bordea la membrana ondulante y termina en la parte posterior del parásito. En su interior se encuentra el núcleo, axostilo y otras estructuras. Aunque no está comprobada su capacidad patógena, se asocia a lesiones de la cavidad oral y del pulmón, posiblemente como un agente inocuo, que se reproduce con mayor actividad en material necrótico.

Embadomonas y Retortamonas

Estos dos géneros se encuentran en el intestino grueso, con menos frecuencia que los anteriores. Para su diferenciación se requieren coloraciones especiales, puesto que en las preparaciones en fresco son similares a los otros flagelados no patógenos.


Unidad 3 Parasitosis intestinales por helmintos


Capítulo 4 Parasitosis por helmintos intestinales
Capítulo 5 Parasitosis intestinales por céstodos y tremátodos


4 Parasitosis intestinales por nemátodos

Los nemátodos, parásitos del hombre, son gusanos alargados de forma cilíndrica, bilateralmente simétricos y con los extremos de menor diámetro. Poseen un sistema digestivo completo, un aparato reproductor muy desarrollado y sexos separados; los órganos internos están contenidos en una cavidad corporal o pseudocele, delimitada exteriormente por la pared, que comprende cutícula, la hipodermis y la capa muscular. Se reproducen por medio de huevos que dan origen a larvas. De acuerdo al modo de transmisión de los nemátodos intestinales, predominan los transmitidos a través de la tierra, la cual se contamina con huevos o larvas que salen en las materias fecales; a este grupo de parasitosis se le denomina geohelmintiasis. Las principales son: ascariasis, tricocefalosis, uncinariasis y estrongiloidiasis. Los efectos dañinos de los nemátodos intestinales en los adultos y en los niños se resumen en la figura 4-1.

Las nematodiasis son parasitosis de amplia distribución y muy frecuentes en países tropicales. La prevalencia global de ascariasis se estima en 1.200 billones de personas infectadas, 464,6 millones con tricocefalosis y 740 millones con uncinariasis.1 Las nematodiasis de plantas y de animales domésticos son muy comunes y afectan al hombre indirectamente. En las plantas usadas para alimentación humana existen muchos daños producidos por nemátodos propios de cada especie de planta que no llegan a ser parasitosis humanas. En animales domésticos, las nematodiasis son muy frecuentes, causan enfermedades y disminución de peso, lo que afecta económicamente la industria avícola, lanar, porcina y bovina. La parasitología veterinaria y el interés por tratar y controlar estas helmintiasis en animales han avanzado más en los países desarrollados, en los cuales estas actividades superan a las que existen sobre parasitología humana. Las parasitosis humanas por estos helmintos fueron reconocidas desde la antigüedad; esto es explicable porque muchos nemátodos adultos se observan a simple vista.

ASCARIASIS

Historia

Ascaris fue reconocido desde el antiguo Egipto (papiro de Ebers y en momias). Inicialmente, se relacionó con la lombriz de tierra. En 1683, se estudió detalladamente su anatomía, pero solo en 1922 se definió su ciclo de vida.

El helminto intestinal Ascaris lumbricoides, observable a simple vista, está registrado en documentos milenarios. En el papiro de Ebers se comenta su existencia y se incluyen recetas para su tratamiento, con un vermífugo obtenido de la corteza de la raíz de la granada, medicamento que se utilizó hasta la mitad del siglo XX. En momias egipcias de los años 800 a 300 a.C, se hace referencia a estos parásitos. Este helminto es mencionado igualmente por Hipócrates, Aristóteles y Plinio. Con Ascaris, un parásito intestinal del hombre, se tenía gran confusión con la lombriz de tierra, Lumbricus terrestris, puesto que se creía que los pacientes lo adquirían de la tierra y, por este motivo, se le dio el nombre de especie lumbricoides; el nombre popular de Ascaris lumbricoides en varios países es “lombriz intestinal”. El médico británico Edward Tyson (1683), quien estudiaba anatomía comparada de muchas especies de animales, disecó y dibujó, por primera vez, el parásito y lo comparó con la lombriz de tierra. En la ilustración de su publicación, Tyson comparó las estructuras de los dos helmintos adultos.2 Durante un siglo se creyó que la hembra de Ascaris era vivípara y que salían de ella directamente las larvas. Solo en 1856, Ramson estableció las bases para el diagnóstico, al asociar los huevos en las materias fecales con la presencia de los parásitos adultos, pero todavía no se conocía su ciclo de vida completo.2

El francés Devaine (1862), trató de infectar perros, ganado vacuno y ratas con huevos larvados de Ascaris, pero no pudo conseguirlo, concluyó que probablemente se requería un huésped intermediario y consideró la posibilidad de que fueran los miriápodos o ciempiés.2 Battista Grassi (1879) ingirió aproximadamente 100 huevos embrionados y, 22 días después, encontró huevos en sus materias fecales.2 Pero solamente Stewart (1915), en Hong Kong, experimentó con cerdos y ratones y estableció el paso de las larvas por los pulmones.2 Más tarde, Koino (1922), después de ingerir alrededor de 2.000 huevos embrionados, encontró larvas en su esputo 11 días después de su ingestión, además presentó dificultad respiratoria severa, con fiebre y cefalea. A los 15 días de estos síntomas, tomó un antihelmíntico y arrojó 667 parásitos adultos en las materias fecales, con lo cual se aclaró el ciclo completo.3


Figura 4-1. Parasitosis. Efecto de los nemátodos sobre la productividad.

Tomada y modificada de: Guyatt H. Do intestinal nematodes affect productivity in adulthood? Parasitol Today. 2000 Apr;16(4):153-8.

Agente causal

Ascaris lumbricoides, por su gran tamaño, de 15 a 30 cm, es el nematodo que más observan los pacientes. Se localiza en el intestino delgado y no se fija a la mucosa, pero se adosa a las paredes. Cuando muere espontáneamente o después de usar antihelmínticos, son expulsados solos o con las materias fecales.

Ascaris lumbricoides es el nemátodo intestinal de mayor tamaño; en su estado adulto, la hembra mide de 20 a 30 cm de longitud y 3 a 6 mm de diámetro; el macho, de 15 a 20 cm de largo y de 2 a 4 mm de diámetro. Son de color rosado o blanco amarilloso y los sexos se pueden diferenciar macroscópicamente por la forma del extremo posterior que, en la hembra, termina recta, mientras que en el macho presenta una curva, en la cual existen dos espículas quitinosas retráctiles, que le sirven para la copulación (figura 4-2).


Figura 4-2. Ascaris lumbricoides. Adultos macho y hembra. Nótese la diferencia de tamaño y el extremo posterior curvo en el macho.

Original.

El aparato digestivo está constituido por la boca, situada en el extremo anterior, formada por tres labios prominentes (figura 4-3), por un corto esófago y por el intestino, el cual se observa aplanado y de color verdoso, que desemboca en el ano situado en una cloaca cerca al extremo posterior. La mayor parte de la cavidad interior está ocupada por el aparato genital que se ve como un ovillo de conductos de diferente diámetro. En la hembra es notoria la presencia de dos ramas uterinas (figura 4-4), las cuales desembocan en la vagina, que se comunica con la vulva, localizada entre el tercio anterior y medio del cuerpo.

En el macho, los órganos genitales desembocan, con el intestino, en la cloaca. Los adultos no tienen órganos de fijación y viven en la luz del intestino delgado sostenidos contra las paredes, gracias a la musculatura existente debajo de su cutícula; esto evita ser arrastrados por el peristaltismo intestinal. Cuando existen varios parásitos es frecuente que se enrollen unos con otros y formen nudos.


Figura 4-3. Ascaris lumbricoides. Boca con labios prominentes observada en el microscopio electrónico de barrido.

Cortesía: Yukio Yoshida. Kyoto, Japón.


Figura 4-4. Ascaris lumbricoides. Corte transversal de una hembra. Se observan las dos ramas uterinas redondeadas, el intestino aplanado y varios cortes de conductos genitales.

La vida promedio de los parásitos adultos es solamente de un año, al cabo del cual mueren y son eliminados espontáneamente; razón por la cual puede observarse su eliminación sin haber recibido tratamiento. Existe, por lo tanto, curación espontánea, siempre que los pacientes no se reinfecten del medio externo, puesto que no existe la posibilidad de reproducción dentro del intestino, ya que todas las infecciones se hacen a partir de huevos del medio ambiente que provienen de las materias fecales de personas parasitadas.

En diferentes animales existen otras especies del género Ascaris y de géneros relacionados. El más similar morfológicamente es Ascaris suum, del cerdo, con el cual no existe la infección cruzada. Los ascarídeos de perro y gato (género Toxocara) pueden infectar al hombre, pero no pasan de la etapa larvaria y producen el síndrome de migración larvaria visceral que se estudiará más adelante.

Los huevos fértiles provienen de las hembras fecundadas, tienen forma oval o redondeada y miden aproximadamente 60 µm en su diámetro mayor. Tienen tres membranas, una externa mamelonada y dos internas lisas, inmediatamente debajo de la anterior. Estos huevos, al examinarse en las materias fecales, se observan de color café por estar coloreados por la bilis y, en su interior, presentan un material granuloso que originará las larvas. Los huevos infértiles, observados menos frecuentemente, provienen de hembras no fecundadas, son más irregulares, alargados, con protuberancias externas irregulares o ausentes y, generalmente, con una sola membrana (figura 4-5). Estos huevos no son infectantes, pero tienen importancia en el diagnóstico, puesto que indican la presencia de Áscaris hembras en el intestino. Cuando hay solo parásitos machos no se encuentran huevos en las materias fecales.

Ciclo de vida

Los huevos que salen en las materias fecales embrionan en el suelo. Estos huevos larvados son infectantes por vía oral y las larvas se liberan en el intestino delgado, migran por la sangre a los pulmones y luego pasan a la vía digestiva, en donde se desarrollan los adultos en el intestino delgado. De allí algunas veces migran a lugares ectópicos y causan daños severos. Los adultos viven aproximadamente un año.


Figura 4-5. Ascaris lumbricoides. A. Huevo fértil. B. Huevo infértil.

Cortesía: Shiba Kumar Rai, et al. Atlas of Medical Parasitology, Kobe University, Kobe, Japón.

La hembra de A. lumbricoides tiene gran actividad reproductora, se calcula que produce aproximadamente 200.000 huevos diarios, lo cual hace que su hallazgo en las materias fecales humanas sea fácil, aun en infecciones leves. Normalmente, los huevos fertilizados se eliminan al exterior con las materias fecales y su destino depende del lugar donde caigan. Si caen a la tierra húmeda y sombreada, con temperatura de 15°C a 30°C, en dos a cuatro semanas se forman larvas en el interior de los huevos y se convierten en infectantes (figura 4-6). En este estado pueden permanecer varios meses. Una vez ingeridos, las larvas salen a la luz del intestino delgado y hacen un recorrido por la circulación y los pulmones antes de regresar nuevamente al intestino delgado, en donde se convierten en parásitos adultos. En este recorrido penetran la pared intestinal hasta encontrar un capilar que las llevará por el sistema venoso o linfático hasta el corazón derecho y luego a los pulmones; ahí rompen la pared del capilar y caen al alvéolo pulmonar donde permanecen aproximadamente 10 días, sufren dos mudas y aumentan de tamaño. Son eliminadas por las vías respiratorias hasta llegar a la laringe y pasan a la faringe para ser deglutidas. Estas larvas resisten el jugo gástrico y pasan al intestino delgado donde se convierten en adultos. El tiempo requerido para llegar al intestino, a partir del momento de la ingestión del huevo infectante, es aproximadamente 17 días. Para llegar a ser adultos necesitan un mes y medio. Así, el período prepatente que va desde la ingestión del huevo embrionado hasta que la hembra adulta esté en capacidad de poner huevos que se detecten en las materias fecales, es de aproximadamente dos meses (figura 4-7).

Enfermedad y patogenia

Las lesiones se inician en los pulmones por el paso de las larvas, allí hay hemorragia e inflamación y se acompañan de hipereosinofilia. En el intestino delgado pueden producir dolor y, si existe gran cantidad de parásitos, causan obstrucción. Las migraciones de los parásitos adultos son principalmente a las vías biliares y, ocasionalmente, al sistema respiratorio, al páncreas o al exterior a través de fístulas o por la boca.

Los efectos patológicos producidos por Ascaris en el organismo humano se presentan en varios sitios, de acuerdo a la localización de las diversas formas evolutivas. Las larvas, cuando pasan por el pulmón, rompen los capilares y la pared alveolar; como consecuencia, hay hemorragia e inflamación. Cuando ocurre en forma masiva, originan el síndrome de Loëffler, que se caracteriza por lesiones múltiples de los alvéolos, con abundante exudado inflamatorio y hemorrágico, el cual se observa en los rayos X como opacidades diseminadas, con la característica de ser transitorias o fugaces (figura 4-1). Ocasionalmente, las larvas no siguen el ciclo normal a través del pulmón, sino que continúan por los capilares hacia la circulación arterial y se diseminan a diversos órganos, donde producen granulomas de cuerpo extraño.

Los parásitos adultos, en el intestino delgado, causan irritación de la mucosa debido al movimiento y a la presión que hacen por su gran tamaño. Cuando existen en abundante cantidad se entrelazan y forman nudos que alcanzan un tamaño suficiente para obstruir el intestino, especialmente en niños (figura 4-8).4,5


Figura 4-6. Ascaris lumbricoides. Huevos en diferentes estados de maduración: A. Huevo embrionado con blastómeros; B. Huevo larvado; C. Larva que sale del huevo.

Original.


Figura 4-7. Ciclo de vida. 1. El hombre se infecta al ingerir huevos embrionados. 2. La larva se libera en el intestino delgado, atraviesa la pared y llega por vía sanguínea al corazón y a los pulmones, asciende por vía respiratoria a la laringe, pasa a la faringe y es deglutida para volver al intestino delgado y madurar en él. 3. Los huevos salen en las materias fecales y contaminan el ambiente. 4. Estos huevos embrionan en la tierra. 5. Los huevos embrionados contaminan aguas y alimentos.


Figura 4-8. Ascariasis. Obstrucción intestinal por Ascaris lumbricoides.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.

La enfermedad de mayor gravedad se presenta por las migraciones de Ascaris adultos a diferentes sitios del organismo.6 Las más frecuentes suceden hacia las vías biliares.7,8 En la actualidad, el diagnóstico de la ascariasis biliar se hace más frecuentemente por el uso de endoscopia digestiva y la ecografía.9 La forma más simple es la invasión al colédoco con obstrucción biliar, la cual es transitoria cuando el parásito se retira espontáneamente o es el origen de una infección secundaria, irritación mecánica y obstrucción, lo cual constituye una clínica de colangitis que puede ser supurativa con producción de abscesos (figura 4-9). Cuando la hembra penetra más profundamente a las vías biliares y deposita allí huevos que alcanzan el parénquima hepático se producen granulomas de cuerpo extraño, que se observan como nódulos blanco amarillentos de aproximadamente 1 a 3 mm; microscópicamente se ve el centro necrótico, infiltrado de eosinófilos, mononucleares y células gigantes, rodeado de tejido fibroso. Cuando se observa el huevo en el corte histológico, en ocasiones se aprecian blastómeros debido a la iniciación del proceso de embriogénesis. En estos casos, no se ve la cubierta albuminoidea externa del huevo y aparece un espacio claro entre este y el tejido circundante como consecuencia de la retracción durante el proceso de fijación que se hace para la preparación del material histológico (figura 4-10). Esta enfermedad constituye una hepatitis granulomatosa. Cuando el parásito adulto muere dentro del hígado origina un foco de necrosis que puede infectarse secundariamente con producción de abscesos macroscópicos (figura 4-11).10 Los huevos o fragmentos del parásito en los canales biliares pueden constituir el núcleo que origina cálculos coledocianos o intrahepáticos. La migración hacia vías pancreáticas puede producir enfermedad grave que incluye pancreatitis.10-13


Figura 4-9. Ascaris lumbricoides. Localización intrahepática.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.


Figura 4-10. Absceso hepático. Necrosis por Ascaris adultos.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.

La migración que le sigue en frecuencia es la ascariasis peritoneal, que se origina por el paso de parásitos a través de perforaciones intestinales y por ruptura del apéndice. Los huevos que llegan a la cavidad peritoneal generan granulomas similares a los descritos en el hígado, que hacen pensar en tuberculosis peritoneal. A veces, pueden presentarse fístulas al exterior a través de las cuales se observan migraciones de parásitos adultos. Otras migraciones menos frecuentes pueden hacerse al apéndice, a las vías respiratorias, a la boca, a las fosas nasales y a otros sitios.14


Figura 4-11. Ascaris lumbricoides. Granuloma de cuerpo extraño por huevos. El espacio blanco entre los huevos y el tejido es un artificio de la preparación histológica.

Cortesía: Alfredo Correa Henao, Departamento de Patología Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.

Manifestaciones clínicas

La sintomatología inicial en los pulmones puede no presentarse, pero cuando existe simula una infección respiratoria de cualquier origen; esto constituye el síndrome de Löeffler, el cual muestra consolidaciones pulmonares transitorias. Este síndrome es más común en quienes se infectan por primera vez. En el intestino delgado, el principal síntoma es dolor periumbilical. La sintomatología más notoria se deriva de la obstrucción intestinal y por las migraciones, principalmente a vías biliares, al hígado y a las vías aéreas. Las parasitosis intensas y repetidas contribuyen a la desnutrición.

Un buen número de casos de infección por Ascaris no manifiestan síntomas, pero estos pueden ocurrir en cualquier momento, aun en infecciones leves. Las manifestaciones clínicas se pueden agrupar así:

Respiratorias y alérgicas. Las primeras manifestaciones clínicas que ocurren después de la infección suceden en el tracto respiratorio. Pueden ser leves y muchas veces pasan desapercibidas o se confunden con una infección respiratoria de otro origen. Otras veces hay tos, expectoración y fiebre como consecuencia de una invasión larvaria de mayor intensidad; en estos casos es difícil hacer el diagnóstico causal. En esta etapa se presenta eosinofilia y, con alguna frecuencia, manifestaciones alérgicas, especialmente asmatiformes, independientes de la intensidad de la infección.15 Cuando hay hipersensibilidad ocurre el síndrome de Löeffler, consistente en un cuadro respiratorio agudo con fiebre de varios días, tos espasmódica, abundante expectoración, a veces hemoptóica, estertores bronquiales y signos de consolidación pulmonar, lo que simula una neumonía atípica. Las opacidades observadas en la radiografía pulmonar tienen la característica de desaparecer en pocos días. Este síndrome es más común en personas que se infecten por primera vez o que viven en zonas no endémicas.

Intestinales. Los parásitos adultos alojados en el intestino delgado producen irritación mecánica por contacto y presión sobre las paredes, lo cual causa dolor abdominal difuso como síntoma más frecuente; en ocasiones, esta irritación causa diarrea, meteorismo, náuseas y vómito. Esto sucede más frecuentemente en parasitismo intenso. Este parásito no es un importante productor de diarrea. Para que ocurran síntomas no es necesario la presencia de gran número de parásitos; por el contrario, un solo Ascaris puede producir sintomatología por el frecuente movimiento en busca del sexo opuesto. En infecciones severas, además de la sintomatología descrita, se evidencia abombamiento del abdomen (figura 4-12).

El 72% de las complicaciones de ascariasis se deben a la obstrucción intestinal.16 En las infecciones intensas, los parásitos adultos forman nudos que llegan a producir un síndrome de suboclusión u oclusión intestinal caracterizado por dolor abdominal, vómito, meteorismo y ausencia de evacuaciones intestinales. En la palpación se detecta una masa abdominal (figura 4-8). En las zonas endémicas, la obstrucción intestinal es causada por Ascaris entre el 5% y el 35% de los casos,17 de los cuales un buen número son fatales.4 Esta clínica se asocia, algunas veces, con eliminación de Ascaris por boca y nariz. La sintomatología puede desaparecer espontáneamente o después de tratamientos específicos.5


Figura 4-12. Ascariasis. Intensa desnutrición de un niño con distensión abdominal por Ascaris.

Migraciones. Las migraciones pueden presentarse sin causa conocida o ser desencadenadas por fiebre y algunos medicamentos como anestésicos y antihelmínticos benzimidazólicos. Las manifestaciones clínicas causadas por Ascaris erráticos son variadas, de acuerdo a los órganos afectados. La invasión a las vías biliares produce la sintomatología correspondiente a un síndrome de obstrucción biliar similar al originado por cálculos biliares y a la colecistitis. Hay dolor agudo en la zona hepática, de duración prolongada y resistente a los analgésicos comunes; ictericia, fiebre, leucocitosis con neutrofilia, vómito y defensa muscular de la región afectada. Existen casos en los que hay asociación del parásito con cálculos biliares. Esta sintomatología sucede tato en casos de invasión al colédoco y en aquellos en los cuales el parásito llega a los conductos hepáticos, a la vesícula o al hígado (figura 4-9). Son factores predisponentes: las anormalidades anatómicas de las vías biliares, las alteraciones patológicas como sucede en los pacientes con litiasis o en los que han tenido cirugías previas de estas vías.13

La llegada de parásitos adultos al hígado produce necrosis y abscesos de tipo piógeno y de tamaño variable (figura 4-10), cuya sintomatología es indistinguible de la ocasionada por abscesos de otra causa.10 Las características principales de esta clínica son: fiebre, dolor en zona hepática, malestar general, a veces abombamiento de la pared, leucocitosis y eritrosedimentación aumentada. Si los parásitos intrahepáticos corresponden a hembras, es frecuente observar que los huevos depositados allí se diseminan en el parénquima hepático y originan granulomas de cuerpo extraño (figura 4-11).

Los casos con migraciones a otros sitios originan una clínica correspondiente al órgano afectado como apendicitis, peritonitis y pancreatitis.18 La migración de los parásitos adultos por vía digestiva ascendente puede causar vómito y su eliminación por la boca y la nariz, o puede conducirlos a las vías respiratorias, en donde causan los efectos de un cuerpo extraño.19,20 En casos de fístulas o hernias intestinales perforadas al exterior, el paciente observa la salida de los parásitos espontáneamente a través de los orificios (figuras 4-13 a la 4-15). Esta tendencia migratoria y de introducirse por orificios se ha encontrado en sondas intestinales (figura 4-16).


Figura 4-13. Ascaris lumbricoides. Adulto que sale por la perforación de un divertículo de Meckel.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia. Medellín, Colombia.

El paso ocasional de larvas hacia la circulación arterial puede suceder como una irregularidad dentro del ciclo normal que estas deben seguir. Por esta vía, son llevadas a cualquier órgano y desencadenan granulomas, los cuales se describen en el ojo, en el sistema nervioso central y en algunas vísceras. La localización cerebral causa síntomas neurológicos variados, incluyen convulsiones. Este sería el único mecanismo para aceptar que este parásito produzca síntomas del sistema nervioso central, puesto que se descartó la posibilidad de que sea por una toxina. No se conoce la explicación de síntomas popularmente atribuidos a esta parasitosis como el chasquido de dientes y el prurito nasal, aunque podría deberse a un mecanismo reflejo por el paso de larvas por la laringe y la faringe. La expulsión de Ascaris adultos por cualquier vía, con la presencia concomitante de fiebre, genera la creencia de que estos parásitos sean los causantes de este síntoma. La explicación adecuada se basa en que las enfermedades febriles que se acompañan de aumento de la temperatura corporal originan la migración de los parásitos. Migraciones similares ocurren cuando el cuerpo se enfría después de la muerte (figura 4-17).


Figura 4-14. Ascaris lumbricoides. Sale un adulto por una hernia inguinal.

Cortesía: Alfredo Correa Henao, Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.


Figura 4-15. Ascaris lumbricoides. Adulto que sale por un ombligo perforado.

Cortesía: Alfredo Correa Henao, Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.


Figura 4-16. Ascaris lumbricoides. Adulto que atravies dos orificios de una sonda de caucho. (La flecha grande muestra el parásito y las flechas pequeñas indican los orificios).

Cortesía: Hospital Universitario San Vicente de Paúl, Medellín, Colombia.


Figura 4-17. Ascaris lumbricoides. Parásitos adultos que salen por la boca y la nariz, debido a la disminución de la temperatura corporal de un cadáver.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.

Nutricionales y de rendimiento escolar. La ascariasis en niños interfiere con la nutrición por dos mecanismos:

 Disminuye la ingestión de alimentos por producir anorexia.

 Disminuye la utilización de carbohidratos, grasas y proteínas por consumo de estos elementos por los parásitos y pérdida en el intestino, por vómito y, ocasionalmente, por diarrea. La interferencia con la absorción intestinal es leve.

Los efectos dañinos en la nutrición son mayores en niños prescolares y escolares desnutridos por falta de aporte alimenticio. Al desparasitar estos grupos cada cuatro a seis meses, de manera repetida, se observa aumento de peso y de crecimiento, así como elevación de los valores sanguíneos de albúmina y vitaminas A y C.21,22 Estudios en Guatemala, en niños altamente parasitados por Ascaris y Trichuris, tratados en dos ocasiones con albendazol y seguidos por seis meses, revelaron que los desparasitados para Ascaris aumentaron levemente de peso, pero no hubo efecto positivo en la capacidad de lectura, el vocabulario y en la asistencia escolar al compararlos con grupos que recibieron placebo.23,24 Las investigaciones que correlacionan el rendimiento escolar con la desparasitación han mostrado controversia en los resultados.25 A diferencia de los hallazgos en el estudio de Guatemala, una investigación en Indonesia reveló que, después de cinco meses de tratamiento periódico, los niños prescolares mejoraron la capacidad de aprendizaje, las pruebas psicométricas de concentración y la coordinación.24,26 En Malasia, otro estudio relacionado con la asistencia escolar y la desparasitación no reveló diferencias entre los niños desparasitados y los parasitados.27

Diagnóstico

Se hace, esencialmente, por el examen microscópico de las materias fecales y debe haber un resultado cuantitativo de huevos por gramo de materia fecal. A veces, se hace por observación de los parásitos adultos y por métodos radiológicos.

Como no existe una sintomatología característica de la ascariasis, el diagnóstico causal se basa en el hallazgo de los parásitos o de sus huevos. En muchos casos, esta parasitosis intestinal es asintomática y el diagnóstico es un hallazgo ocasional por la eliminación de parásitos adultos o por un examen coprológico.

Examen microscópico. Este examen permite encontrar fácilmente los huevos de Ascaris en las materias fecales que aparecen, aproximadamente, a los 40 días de la infección. Estos huevos se encuentran con facilidad debido al número abundante en que se producen. Por esta razón, la gran mayoría de las infecciones, aun las leves, se descubren en el examen coprológico directo y, excepcionalmente, habrá que recurrir a los métodos de concentración. El recuento de huevos por gramo de materias fecales (h.p.g.) tiene la importancia de determinar aproximadamente la intensidad de la infección. Se adoptó la norma de la Organización Mundial de la Salud (OMS)28 para clasificar como leves las infecciones con menos de 5.000 h.p.g.; medianas, entre 5.000 y 50.000 h.p.g.; e intensas, con más de 50.000 h.p.g. El número de parásitos adultos en el intestino puede calcularse aproximadamente con base en el número de h.p.g. dividido por 2.000. Esta clasificación, aunque aproximada, permite la expresión numérica de la intensidad de la infección y la interpretación clínica por el médico, puesto que, usualmente, la intensidad del parasitismo es proporcional a la sintomatología. Se exceptúan algunos casos de intensidad leve en los que un solo parásito origina complicación grave. Cuando solo existen parásitos machos en el intestino o cuando hay hembras inmaduras, el diagnóstico de ascariasis se dificulta, ya que el examen coprológico es negativo para huevos. En estos casos puede haber antecedentes de eliminación de parásitos. Debido al tiempo que requiere para el recuento de huevos, se deben desarrollar nuevos métodos sensibles y específicos como ocurre con la reacción en cadena de la polimerasa (PCR).29

Identificación de parásitos adultos. Es frecuente que los pacientes observen los parásitos adultos eliminados y los informen al médico o al laboratorio. La mayor dificultad se presenta cuando el parásito eliminado es inmaduro y de pequeño tamaño, en cuyo caso es necesaria la observación microscópica del extremo anterior para identificar los tres labios orales.

Imágenes radiológicas. Las radiografías simples de abdomen pueden dibujar la presencia de Ascaris, así como las radiografías del tracto intestinal hechas con medio de contraste. En este último caso aparece un defecto de la opacidad en forma lineal, imagen que es fácilmente reconocida por los médicos y radiólogos familiarizados con esta parasitosis. Algunas veces, los parásitos pueden ingerir el medio de contraste y hacerse visibles en la radiografía después de que el bario intestinal se elimina (figura 4-18). La colangiografía puede revelar Ascaris en las vías biliares y contribuir al diagnóstico de ascariasis hepatobiliar (figura 4-19); esta complicación es, a veces, diagnosticada únicamente durante el acto quirúrgico. La ecografía es útil en el diagnóstico de la ascariasis hepatobiliar y pancreática, se observan parásitos solos, enrollados o que forman una masa seudotumoral.


Figura 4-18. Ascaris lumbricoides. Radiografía de intestino con contraste baritado. La flecha muestra un parásito adulto que no toma el contraste.

Cortesía: Alejandro Vélez Hoyos, Hospital Pablo Tobón Uribe, Medellín, Colombia.

Epidemiología, prevención y control

Es una de las parasitosis más difundidas en el mundo, con predominio en los niños. La mayoría son de intensidad leve y con poca sintomatología. Se considera la principal entre las geohelmintiasis. El control debe basarse en las medidas higiénicas conocidas, en el saneamiento ambiental y en la quimioterapia preventiva consistente en el suministro de antihelmínticos cada tres a seis meses y durante varios años, principalmente a niños escolares de zonas endémicas.


Figura 4-19. Ascaris lumbricoides. Vesícula biliar con un parásito adulto observado en el estudio radiológico con contraste. Las flechas señalan el parásito.

Cortesía: Alejandro Vélez Hoyos, Hospital Pablo Tobón Uribe, Medellín, Colombia.

A. lumbricoides es uno de los parásitos más difundidos en el mundo, especialmente en los países tropicales.29 En 2006, se estimaba que el número de personas con ascariasis en el mundo era aproximadamente de 1.200 millones, la mayoría con infecciones leves sin síntomas aparentes.30 La alta prevalencia se debe a la amplia distribución geográfica del parásito, a la resistencia de los huevos en condiciones ambientales (humedad, temperatura y tipo de suelo) y al alto número de huevos producidos por cada parásito. A esto se suma que una elevada proporción de la población mundial vive en condiciones socioeconómicas bajas, lo que causa reinfecciones, y a la permanente eliminación de huevos.31 En Colombia, se observó que la prevalencia del 50%, encontrada en 1966, bajó al 33% en 1980, de acuerdo a los dos estudios nacionales.32,33 En otros países tropicales, la prevalencia es similar a la mencionada para Colombia. La prevalencia en países no tropicales de América Latina y en grandes ciudades, para finales del siglo XX, era de un 10%.34

La transmisión no es directa de las materias fecales a la boca, sino que requiere la incubación de los huevos en la tierra y la formación de larvas en ellos para llegar a ser infectantes por vía oral. Dentro del grupo infectado hay predominio en los niños y en las clases económicamente desfavorecidas, especialmente si el número de miembros de la familia es alto.31 Las fuentes más comunes de infección son los alimentos, el agua de bebida y las manos sucias con tierra. En muchas ocasiones, la parasitosis intensa contribuye a agravar la desnutrición. Como en el caso de los otros parásitos que se adquieren por vía oral, la pobreza, la falta de educación y las malas condiciones ambientales favorecen su diseminación. Estos hechos, frecuentes en los países tropicales, son complementados por las características climáticas de las mismas regiones, en las cuales el suelo húmedo y cálido favorece la incubación de los huevos, sumado a su capacidad para permanecer viables en la tierra por largos períodos.

Control y quimioterapia preventiva. Las medidas higiénicas clásicamente recomendadas para la prevención de ascariasis aún son vigentes y aplicables en lo personal, familiar y comunitario cuando son realizadas por tiempo largo o permanentemente. Las medidas principales son: adecuada eliminación de excretas, utilización de agua potable o ebullición, lavado de verduras y alimentos, control de artrópodos y otros vectores mecánicos y buena higiene personal. El control a escala nacional debe basarse en dos actividades: la mejora del saneamiento ambiental y los tratamientos periódicos. Las medidas prácticas con efecto favorable son la utilización de letrinas adecuadas y la provisión de agua potable. Cuando las condiciones socioeconómicas, educativas, ambientales y culturales aumenten, la ascariasis y todas las otras parasitosis intestinales disminuirán.

En algunas zonas endémicas se ha ensayado la administración periódica de antihelmínticos (quimioterapia preventiva) a la población escolar y se ha mantenido muy baja la prevalencia de Ascaris.35,36 En varios países hay campañas de tratamientos periódicos comunitarios con muy buenos resultados. Este procedimiento ha adquirido importancia en los últimos tiempos por la existencia de medicamentos de buena eficacia en dosis única, bien tolerados y de precio moderado.37 Una dosis única de uno de los cuatro antihelmínticos recomendados por la OMS (albendazol, mebendazol, levamisol y pirantel) cuesta menos de US $0,30, y si son productos genéricos el costo baja en 2 a 3 centavos de dólar.38 La OMS, en la resolución de 2001 estableció que, para el año 2010, del 75% al 100% de los niños de edad escolar debería tener acceso a la quimioterapia preventiva, contra los tres helmintos principales transmitidos por la tierra: áscaris, tricocéfalos y uncinarias.30 Estas campañas de control por quimioterapia, asociadas a la educación escolar y familiar, son recomendadas por la OMS y por el Banco Mundial a los países endémicos y en regiones con prevalencias de más del 50% de geohelmintiasis o con infecciones severas del 10% o mayores.25,39

En Brasil, se realizó un estudio entre los años 2001 y 2002, con el uso de albendazol o mebendazol anualmente, con resultados significativos en la reducción de las geohelmintiasis.40 Otro estudio de tratamiento masivo se hizo en un área endémica del Amazonas brasileño, con disminución notoria de las geohelmintiasis.41 En Colombia, la Ley 100 de Seguridad Social incluye los programas de desparasitación en niños, que raramente se cumplen. Una de las experiencias en tratamiento de población se hizo en Apartadó (región de Urabá, Colombia) en 8.386 niños entre dos y diez años, a quienes se les administró repetidos tratamientos con mebendazol durante 21 meses y se consiguió bajar la prevalencia de geohelmintiasis.42 Estos programas deben ser repetidos durante un tiempo considerable, puesto que si se realizan pocas veces, los resultados no son eficientes debido a las reinfecciones.4

Tratamiento

Los antihelmínticos de preferencia son los benzimidazoles: albendazol, mebendazol y flubendazol. El pamoato de pirantel y la ivermectina son igualmente efectivos. Los antihelmínticos mencionados se usan generalmente en dosis única. La piperazina está indicada en la obstrucción intestinal.

Todos los casos de ascariasis intestinal deben tratarse, incluso los leves, aunque sean asintomáticos, ya que pueden originar complicaciones graves por migración. En las parasitosis intensas es frecuente que los pacientes eliminen gran cantidad de parásitos, observados por el mismo paciente (figura 4-20). En zonas endémicas es recomendable repetir el tratamiento después de uno o dos meses para eliminar los parásitos adultos, cuyas larvas estaban en etapa de migración durante el primer tratamiento. Esta parasitosis es fácil de tratar, debido a que los parásitos son sensibles a la mayoría de los antihelmínticos, de los cuales los más utilizados son los recomendados por la OMS,30 mencionados a continuación.


Figura 4-20. Ascaris lumbricoides. Parásitos adultos eliminados después del tratamiento en un paciente con parasitosis intensa.

Original.

Benzimidazoles. Estos antihelmínticos son de amplio espectro contra nemátodos intestinales y presentan buena tolerancia. Químicamente, son derivados del grupo de los imidazoles, la mayoría poco absorbibles del intestino. Su mecanismo de acción se ejerce al inhibir la utilización de la glucosa por parte de los helmintos, lo cual lleva a una disminución progresiva del contenido de glucógeno para, finalmente, reducir la concentración de adenosina trifosfato (ATP), lo que produce, lentamente, la muerte por agotamiento de la fuente energética; por este motivo, los parásitos adultos no se eliminan inmediatamente.14 En algunos casos se ha observado, después del suministro de estos medicamentos, la eliminación de parásitos vivos a través de boca o nariz.

La OMS ha concluido que los beneficios obtenidos con el tratamiento de helmintiasis intestinales en embarazadas sobrepasan los riesgos que puede tener la madre, el feto o el niño lactante. Los riegos son menores cuando no se hace tratamiento en el primer trimestre del embarazo.45,46 Este medicamento puede usarse en niños menores de dos años, ya que no causan efectos colaterales superiores a los de un placebo; se recomienda su uso por las implicaciones del parasitismo intestinal en la desnutrición infantil.47

Los benzimidazoles más utilizados son albendazol y mebendazol, los cuales son empleados en campañas de tratamientos comunitarios.41,48 A pesar del amplio uso de estos antihelmínticos en humanos, no se conoce que se haya creado resistencia, pero se sospecha que pueda adquirirse en el futuro. Esto contrasta con el gran problema veterinario de resistencia de nemátodos animales a estos antihelmínticos benzimidazólicos, algunos de los cuales son los mismos que se usan en medicina humana.

Las dosis para los benzimidazoles más utilizados son:

 Albendazol: en dosis de 400 mg en dosis única.

 Mebendazol: en dosis de 100 mg dos veces al día por tres días o de 500 mg en dosis única.

 Flubendazol: en dosis de 300 mg/día por dos días o de 500 mg en dosis única.

Pamoato de pirantel. Produce curaciones casi en el 100% de los casos, con una dosis única de 10 mg/kg.48 Químicamente es la tetrahidropirimidina, un compuesto sintético insoluble en agua y muy poco absorbible del intestino delgado. No tiene sabor especial y es estable a la humedad, la luz y la temperatura, es muy bien tolerado, raramente produce algún síntoma intestinal y no se conocen efectos adversos durante el embarazo. Actúa contra los parásitos e inhibe la actividad neuromuscular, lo cual les produce parálisis espástica que impide que migren durante el tratamiento.

Piperazina. Entre los antihelmínticos que se utilizan en la actualidad, este es el más antiguo. Es un medicamento efectivo, bien tolerado a dosis terapéuticas y de bajo costo. Su mecanismo de acción consiste en el bloqueo de la acetilcolina en la unión mioneural, lo cual lleva al parásito a sufrir parálisis flácida, lo que permite su eliminación por medio del peristaltismo normal del intestino. Existe un amplio rango entre la dosis terapéutica y la dosis tóxica, por lo cual los efectos dañinos son poco frecuentes y se presentan, fundamentalmente, en pacientes con insuficiencia renal, por la dificultad en su eliminación. En estos casos o cuando existe una sobredosis, especialmente en niños, se producen síntomas digestivos como las náuseas, el vómito y la diarrea; asimismo, síntomas neurológicos como la incoordinación muscular, la ataxia, el vértigo, la dificultad para hablar, el debilidad muscular y las contracciones mioclónicas. Igualmente, puede desencadenar convulsiones de tipo epiléptico en pacientes con esta predisposición. Los síntomas mencionados son de notable intensidad en algunas ocasiones, pero afortunadamente son transitorios y no dejan secuelas. Se contraindica en pacientes renales y en epilépticos.

La piperazina se administra por vía oral, generalmente en jarabe al 10% o al 20%, en dosis de 50 mg/kg/día por cinco días o 75 mg/kg en dosis única. Este medicamento, por su efecto relajante de la musculatura de los helmintos, es de elección cuando se sospecha migración de los parásitos adultos o presencia de nudos de parásitos que pueden producir obstrucción intestinal.49 No debe usarse paralelamente con pirantel, puesto que ambos son paralizantes.

En casos de obstrucción o subobstrucción intestinal por Ascaris, se recomienda aspiración gástrica continua y se administran 30 mL de piperazina al 10% por la sonda; al ceder la obstrucción se completa el tratamiento por vía oral. Cuando se diagnostica invasión del colédoco se usa piperazina o se extrae el parásito por endoscopia con una pinza o con cirugía. No se conocen contraindicaciones en niños menores y no hay contraindicación en embarazadas.

Ivermectina. Es útil en ascariasis en una dosis única de 200 µg/kg. Este antihelmíntico no tiene utilidad en el tratamiento de la tricocefalosis ni la uncinariasis.50,51

BIBLIOGRAFÍA

1. Kaminsky RG, Valenzuela-Castillo R, Abrego-Flores C. Growth retardation and severe anemia in children with Trichuris dysenteric syndrome. Asian Pac J Trop Biomed 2015 July;5(7):591-7.

2. Löwy I. The Wellcome Trust illustrated history of tropical diseases Med Hist. 1997 Oct; 41(4): 502-3.

3. Stewart FH. On the life-history of Ascaris lumbricoides. Br Med J. 1916 Dec 2;2(2918):753-4.

4. Koino S. Experimental infections on the human body with ascarides. Japan Med World 1922; 2(11):317-20.

5. De Silva NR, Guyatt HL, Bundy DA. Worm burden in intestinal obstruction caused by Ascaris lumbricoides. Trop Med Int Health. 1997 Feb;2(2):189-90.

6. Wasadikar PP, Kulkarni AB. Intestinal obstruction due to ascariasis. Br J Surg. 1997 Mar;84(3):410-2.

7. Ochoa B. Surgical complications of ascariasis. World J Surg. 1991 Mar-Apr;15(2):222-7.

8. Rakotonaivo A, Ranoharison HD, Razarimahefa SH, Rakotozafindrabe R, Rabenjanahary TH, Ramanampamonjy RM. Acute cholangitis secondary to ascariasis and complicated by liver abscesses. Med Sante Trop. 2015 Oct-Dec;25(4):436-40.

9. Das AK. Hepatic and biliary ascariasis. J Glob Infect Dis. 2014 Apr;6(2):65-72.

10. Javid G, Wani NA, Gulzar GM, Khan BA, Shah AH, Shah OJ, et al. Ascaris-induced liver abscess. World J Surg. 1999 Nov;23(11):1191-4.

11. Sandouk F, Haffar S, Zada MM, Graham DY, Anand BS. Pancreatic-biliary ascariasis: experience of 300 cases. Am J Gastroenterol. 1997 Dec;92(12):2264-7.

12. Quintero-Victoria A, Torres-Farías D, Villalobos-Beuses M, Nápoles M, Pérez L, Villalobos –Perozo R. Pancreatitis ascariana aguda en niños en el Hospital “Nuestra Señora de Chiquinquirá” de Maracaibo, estado Zulia, Venezuela. Kasmera 2008; 36:129-36.

13. Azhar M, Sheikh AS, Khan A, Mustafa S, Shah IA, Hameed B. Hepatobiliary ascariasis complicated by pancreatitis. J Ayub Med Coll Abbottabad. 2015 Apr-Jun;27(2):479-81.

14. Correa-Henao A. Lesiones por Ascaris lumbricoides erráticos. Antioquia Med 1957; 7:144-53.

15. Fincham JE, Markus MB, van der Merwe L, Adams VJ, van Stuijvenberg ME, Dhansay MA. Ascaris, co-infection and allergy: the importance of analysis based on immunological variables rather than egg excretion. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2007 Jul;101(7):680-2.

16. De Silva NR, Guyatt HL, Bundy DA. Morbidity and mortality due to Ascaris-induced intestinal obstruction. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1997 Jan-Feb;91(1):31-6.

17. Khuroo MS. Ascariasis. Gastroenterol Clin North Am. 1996 Sep;25(3):553-77.

18. Sandouk F, Haffar S, Zada MM, Graham DY, Anand BS. Pancreatic-biliary ascariasis: experience of 300 cases. Am J Gastroenterol. 1997 Dec;92(12):2264-7.

19. Gan RW, Gohil R, Belfield K, Davies P, Daniel M. Acute airway obstruction by Ascaris lumbricoides in a 14-month-old boy. Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 2014 Oct;78(10):1795-8.

20. Li QY, Zhao DH, Qu HY, Zhou CN. Life-threatening complications of ascariasis in trauma patients: a review of the literature. World J Emerg Med. 2014;5(3):165-70.

21. Weatherhead JE, Hotez PJ. Worm Infections in Children. Pediatr Rev. 2015 Aug;36(8):341-52.

22. Crompton DW. Ascariasis and childhood malnutrition. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1992 Nov-Dec;86(6):577-9.

23. Watkins WE, Pollitt E. Effect of removing Ascaris on the growth of Guatemalan schoolchildren. Pediatrics. 1996 Jun;97(6 Pt 1):871-6.

24. Watkins WE, Cruz JR, Pollitt E. The effects of deworming on indicators of school performance in Guatemala. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1996 Mar-Apr;90(2):156-61.

25. Oberhelman RA, Guerrero ES, Fernandez ML, Silio M, Mercado D, Comiskey N, et al. Correlations between intestinal parasitosis, physical growth, and psychomotor development among infants and children from rural Nicaragua. Am J Trop Med Hyg. 1998 Apr;58(4):470-5.

26. Hadidjaja P, Bonang E, Suyardi MA, Abidin SA, Ismid IS, Margono SS. The effect of intervention methods on nutritional status and cognitive function of primary school children infected with Ascaris lumbricoides. Am J Trop Med Hyg. 1998 Nov;59(5):791-5.

27. Raj SM, Sein KT, Anuar AK, Mustaffa BE. Effect of intestinal helminthiasis on school attendance by early primary schoolchildren. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1997 Mar-Apr;91(2):131-2.

28. Montresor A, Cromton DWT, Hall A, Bundy DAP, Savioli L. Lineamientos para la evaluación de la geohelmintiasis y la esquistosomiasis a nivel de la comunidad. Guía para el manejo de los programas de control. AIEPI-OPS-OMS 1998;Serie HCT/AIEPI/-16.

29. Lamberton PH, Jourdan PM. Human Ascariasis: Diagnostics Update. Curr Trop Med Rep. 2015;2(4):189-200.

30. WHO. Preventive chemotherapy in human helminthiasis. En: WHO [en línea] 2006 [consultado en el 2018]. Disponible en: http://www.who.int/neglected_diseases/preventive_chemotherapy/pct_manual/en/.

31. Haswell-Elkins M, Elkins D, Anderson RM. The influence of individual, social group and household factors on the distribution of Ascaris lumbricoides within a community and implications for control strategies. Parasitology. 1989 Feb;98 ( Pt 1):125-34.

32. Ministerio de Salud Pública; Asociación de Facultades de Medicina. Estudio de Recursos Humanos para la Salud y Educación Médica en Colombia. Investigación Nacional de Morbilidad. Parasitismo Intestinal. Bogotá DC; 1969.

33. Corredor A, Arciniegas E, Hernández CA. Parasitismo Intestinal. Ministerio de Salud. Instituto Nacional de Salud. División Investigaciones Especiales. Parasitismo Intestinal. Helmintos. Bogotá DC; 1993.

34. Botero D. Persistencia de parasitosis intestinales endémicas en América Latina. Bol Of Sanit Panam 1981; 90:39-47.

35. Bundy DA, Wong MS, Lewis LL, Horton J. Control of geohelminths by delivery of targeted chemotherapy through schools. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1990 Jan-Feb;84(1):115-20.

36. Holland CV, Asaolu SO, Crompton DW, Whitehead RR, Coombs I. Targeted anthelminthic treatment of school children: effect of frequency of application on the intensity of Ascaris lumbricoides infection in children from rural Nigerian villages. Parasitology. 1996 Jul;113 ( Pt 1):87-95.

37. Savioli L, Bundy D, Tomkins A. Intestinal parasitic infections: a soluble public health problem. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1992 Jul-Aug;86(4):353-4.

38. Savioli L, Stansfield S, Bundy DA, Mitchell A, Bhatia R, Engels D, et al. Schistosomiasis and soil-transmitted helminth infections: forging control efforts. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2002 Nov-Dec;96(6):577-9.

39. Albonico M, Stoltzfus RJ, Savioli L, Chwaya HM, d’Harcourt E, Tielsch JM. A controlled evaluation of two school-based anthelminthic chemotherapy regimens on intensity of intestinal helminth infections. Int J Epidemiol. 1999 Jun;28(3):591-6.

40. Zani LC, Favre TC, Pieri OS, Barbosa CS. Impact of antihelminthic treatment on infection by Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura and hookworms in Covas, a rural community of Pernambuco, Brazil. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2004 Mar-Apr;46(2):63-71.

41. Bóia MN, Carvalho-Costa FA, Sodré FC, Eyer-Silva WA, Lamas CC, Lyra MR, et al. Mass treatment for intestinal helminthiasis control in an Amazonian endemic area in Brazil. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2006 Jul-Aug;48(4):189-95.

42. Arboleda M, Lopera T, Restrepo M, Botero D, Lotero MC, Ríos P. Efectos de la desparasitación comunitaria en la población infantil del área urbana de Apartadó, Colombia. Rev CES Medicina 2004; 18:51-9.

43. Cabada MM, Lopez M, Arque E, Clinton White A. Prevalence of soil-transmitted helminths after mass albendazole administration in an indigenous community of the Manu jungle in Peru. Pathog Glob Health. 2014 Jun;108(4):200-5.

44. Bradley M, Horton J. Assessing the risk of benzimidazole therapy during pregnancy. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2001 Jan-Feb;95(1):72-3.

45. Savioli L, Crompton DW, Neira M. Use of anthelminthic drugs during pregnancy. Am J Obstet Gynecol. 2003 Jan;188(1):5-6.

46. Montresor A, Stoltzfus RJ, Albonico M, Tielsch JM, Rice AL, Chwaya HM, et al. Is the exclusion of children under 24 months from anthelmintic treatment justifiable? Trans R Soc Trop Med Hyg. 2002 Mar-Apr;96(2):197-9.

47. Albonico M, Smith PG, Hall A, Chwaya HM, Alawi KS, Savioli L. A randomized controlled trial comparing mebendazole and albendazole against Ascaris, Trichuris and hookworm infections. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1994 Sep-Oct;88(5):585-9.

48. Botero D. Helmintiasis intestinales. Tratamiento en masa con pamoato de pirantel. Estudio en una población rural en Colombia, municipio de Heliconia. Tribuna Med Colombia 1974; 50:A21-6.

49. Villamizar E, Méndez M, Bonilla E, Varon H, de Onatra S. Ascaris lumbricoides infestation as a cause of intestinal obstruction in children: experience with 87 cases. J Pediatr Surg. 1996 Jan;31(1):201-4.

50. Belizario VY, Amarillo ME, de Leon WU, de los Reyes AE, Bugayong MG, Macatangay BJ. A comparison of the efficacy of single doses of albendazole, ivermectin, and diethylcarbamazine alone or in combinations against Ascaris and Trichuris spp. Bull World Health Organ. 2003;81(1):35-42.

51. Naquira C, Jimenez G, Guerra JG, Bernal R, Nalin DR, Neu D, et al. Ivermectin for human strongyloidiasis and other intestinal helminths. Am J Trop Med Hyg. 1989 Mar;40(3):304-9.

TRICOCEFALOSIS

Esta parasitosis es otra geohelmintiasis que afecta al hombre desde tiempos inmemoriales, lo que se comprobó por el hallazgo de huevos en una momia de 3.300 años a.C.1 Presenta una amplia distribución geográfica, aunque predomina en las zonas cálidas y húmedas de los países tropicales. El agente causal se localiza en el colon, en donde causa enfermedad de intensidad variable, de acuerdo al número de parásitos y a las condiciones del huésped.

Agente causal

Los tricocéfalos son nemátodos en forma de látigo, cuya parte delgada anterior se incrusta en la mucosa del colon. Viven entre uno y tres años. Los huevos tienen una morfología muy característica, con tapones en los extremos.

Trichuris trichiura o tricocéfalo deriva su nombre del griego “thrikhos”, que significa pelo, debido a la forma de la parte anterior. Es un gusano blanco de aproximadamente 3 a 5 cm de largo; los machos, como en casi todos los helmintos, son más pequeños que las hembras (figura 4-21). La parte anterior es delgada y ocupa dos terceras partes del parásito. El tercio posterior es más grueso y, en conjunto, simula un látigo (figura 4-22). La hembra termina en forma recta en su extremo posterior, mientras que el macho tiene una curvatura pronunciada y está provisto en este extremo de una espícula copulatriz (figura 4-23). Cerca de este órgano se encuentra la cloaca, donde desemboca el aparato genital masculino. El tubo digestivo se inicia en la boca, que es pequeña y provista de una lanceta diminuta, la cual continúa con el esófago, formado por un tubo rodeado de glándulas unicelulares en forma de cadena y le sigue el intestino que termina en el ano cerca del extremo posterior. El esófago está en la parte delgada del parásito, mientras que el intestino y los órganos genitales ocupan la parte gruesa. El aparato genital es muy desarrollado, principalmente en las hembras; el útero termina en una vagina corta que desemboca en un orificio vulvar situado cerca de la unión de la parte delgada con la gruesa. Los huevos son muy característicos y fáciles de identificar, miden aproximadamente 25 µm de ancho por 50 µm de largo, son de color café, con membrana doble y con tapones en los extremos (figura 4-24).

Ciclo de vida

Este geohelminto, cuyos huevos embrionan en la tierra, son infectantes por vía oral y las larvas generan parásitos adultos en el intestino sin hacer ciclo pulmonar.

Los huevos sin embrionar salen al exterior con las materias fecales del hombre, en cuyo caso no son todavía infectantes (figura 4-25). Cuando caen en la tierra húmeda, con temperaturas entre 14ºC y 30ºC, desarrollan larvas en un período de dos semanas a varios meses, para convertirse en huevos infectantes por vía oral. Los huevos permanecen embrionados en la tierra por varios meses o años, siempre que no haya sequedad del suelo; los terrenos húmedos y sombreados son los más propicios para su diseminación. La infección es por vía oral, lo cual sucede al ingerir huevos embrionados; estos llegan a la boca con tierra, alimentos y aguas. En el interior del aparato digestivo, los huevos sufren ablandamiento de sus membranas y se liberan larvas en el intestino delgado, las que penetran a las glándulas de Lieberkhun, en donde tienen un corto período de desarrollo y luego pasan al colon, en el cual maduran y viven aproximadamente de uno a tres años. Los gusanos macho y hembra se enclavan por su parte delgada en la mucosa del intestino grueso, órgano en el que producen la enfermedad. Esta penetración la hacen ayudados por una lanceta retráctil que les permiten profundizar hasta quedar fuertemente enclavados. Después de copular, la hembra produce huevos fértiles que salen con las materias fecales para reanudar el ciclo. Se calcula que después de ingerir huevos embrionados se tienen parásitos adultos con capacidad de producir huevos en un período de uno a dos meses (período prepatente). Cada hembra produce entre 3.000 y 20.000 huevos por día.


Figura 4-21. Trichuris trichiura. Adultos machos y hembras. Nótese la diferencia del extremo posterior, curvo en el macho y recto en la hembra.

Cortesía: Oscar Vanparis, Janssen Pharmaceutica, Bélgica.


Figura 4-22. Trichuris trichiura. Adulto en forma de látigo. El extremo posterior es curvo por ser un macho.

Cortesía: MC López Páez, A Corredor-Arjona, RS Nicholls-Orjuela. Atlas de Parasitología. Manual Moderno.


Figura 4-23. Trichuris trichiura. A. Extremo posterior del parásito macho, se observa la espícula copulatriz; B. Extremo posterior de la hembra.

Cortesía: MC López Páez, A Corredor-Arjona, RS Nicholls-Orjuela. Atlas de Parasitología. Manual Moderno.


Figura 4-24. Trichuris sp. A. Huevo fértil; B. Huevo larvado.

Cortesía: Shiba Kumar Rai, et al. Atlas of Medical Parasitology, Kobe University, Kobe, Japón.

Enfermedad y patogenia

La mayoría de las infecciones presentan enfermedad muy leve, consistente en lesión traumática local con edema y hemorragia en el punto donde cada parásito perfora la mucosa del colon. En infecciones intensas puede haber colitis, rectitis, disentería y prolapso rectal. Algunas veces, se localiza en el apéndice.

La principal enfermedad producida por los tricocéfalos proviene de la lesión mecánica, al introducirse parte de la porción anterior en la mucosa del intestino grueso. Esta lesión traumática causa inflamación local, edema y hemorragia, con pocos cambios histológicos. En niños con infecciones crónicas se detecta aumento de IgE circulante y, en la mucosa del colon, se encuentran elevadas cantidades de histamina y de mastocitos.2

La gravedad de la enfermedad es proporcional al número de parásitos. En casos graves existe una verdadera colitis y, cuando hay intensa invasión del recto, asociada a desnutrición, puede presentarse el prolapso de la mucosa rectal. La pérdida de sangre, que ocurre en los casos de infecciones severas, se debe a hemorragia causada por la colitis, la disentería y el prolapso rectal. La ingestión de sangre por estos parásitos es controvertida; se acepta que, realmente, no son hematófagos.3 Enfermedades concomitantes que causan colitis o rectitis como la amebiasis, agravan las lesiones de la tricocefalosis. Las ulceraciones producidas en la amebiasis o en otras enfermedades pueden confluir con las lesiones que causan los tricocéfalos y aumentar, de esta manera, la intensidad de la enfermedad (figura 4-26). Ocasionalmente, los parásitos se introducen en el apéndice y causan su inflamación.

Manifestaciones clínicas

La mayoría de los casos son de intensidad leve y asintomática. En infecciones medianas e intensas se produce dolor cólico y diarrea. En las formas más graves y especialmente en los niños desnutridos, hay disentería y, a veces, prolapso rectal.

Las infecciones leves, fundamentalmente en adultos con buen estado de salud, no originan síntomas y se diagnostican por el hallazgo ocasional de huevos en el examen coprológico. Las infecciones de intensidad media producen, ocasionalmente, dolor tipo cólico y diarrea.


Figura 4-25. Ciclo de vida. 1. El hombre se infecta con la ingestión de huevos embrionados. 2. La larva se libera en intestino y luego, en el colon, se convierte en un parásito adulto. 3. El huésped elimina huevos con la materia fecal. 4. Estos huevos embrionan en la tierra. 5. Los huevos embrionados contaminan aguas y alimentos.

Al palpar la fosa ilíaca derecha puede encontrarse sensibilidad. La sintomatología franca se encuentra en casos de parasitismo intenso y es particularmente grave en niños desnutridos, en quienes la clínica se caracteriza por disentería similar a la amebiana o de otras causas. Los síntomas principales son: dolor cólico, diarrea con moco y sangre, pujo y tenesmo. Cuando esta clínica se presenta en forma grave en niños desnutridos, que tienen hipotonía de los músculos perineales y relajación del esfínter anal, la mucosa rectal inflamada y sangrante se prolapsa debido al hiperperistaltismo y al frecuente esfuerzo de la defecación. La mucosa prolapsada permite ver los parásitos y está expuesta a sufrir traumatismos que aumentan la hemorragia, además de infecciones secundarias (figura 4-27). La tricocefalosis intensa contribuye a la desnutrición y puede causar enflaquecimiento, anemia, baja estatura y alteraciones cognoscitivas.4,5 Hay casos de dedos en palillo de tambor en niños con tricocefalosis crónica intensa consecuencia de la desnutrición.


Figura 4-26. Colitis. Colitis amebiana asociada a tricocefalosis, con nematodos y lesiones ulcerativas.

Cortesía: Departamento de Patología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia.


Figura 4-27. Tricocefalosis. Prolapso rectal sangrante.

Original.

Diagnóstico

Se hace por examen coprológico con recuento de huevos. En casos de rectitis o prolapso rectal se pueden observan los parásitos adultos adheridos a la mucosa.

El diagnóstico clínico es imposible de hacer en las formas leves y medianas. En los casos intensos con cuadro disentérico, debe hacerse un diagnóstico diferencial con amebiasis y otras parasitosis, disentería bacilar y colitis ulcerativa. Cuando se presenta el prolapso a causa de esta enfermedad, se observan con frecuencia los parásitos enclavados en la mucosa.

La confirmación del diagnóstico debe hacerse por la identificación de los huevos en las materias fecales. Es importante correlacionar el número de estos con la intensidad de la infección, para lo cual se utilizan los métodos de recuento de huevos. Se considera, aproximadamente, que las infecciones con menos de 1.000 h.p.g. son leves. Cifras entre 1.000 y 10.000 h.p.g. constituyen infecciones de intensidad media y las que presentan más de 10.000 h.p.g. se consideran intensas.6,7 Algunos estudios demuestran que son muy intensas aquellas por encima de 30.000 h.p.g. Es posible calcular cercanamente el número de parásitos adultos existentes en el intestino con base en los recuentos de huevos al dividir entres 200 la cifra de h.p.g. Así, una infección asintomática con un recuento de 1.000 h.p.g. equivale a cinco parásitos en el colon. En adultos y niños bien nutridos pueden existir infecciones de intensidad mediana sin que haya sintomatología. La rectosigmoidoscopia permite observar los parásitos localizados en la mucosa. Es indispensable que el médico y el laboratorista sepan identificar los parásitos adultos, para hacer un diagnóstico correcto cuando son llevados por el paciente o extraídos en la rectosigmoidoscopia. En la actualidad, se realizan investigaciones por medio de la PCR, la cual permite saber la intensidad del parasitismo.

Epidemiología, prevención y control

Predomina en zonas tropicales húmedas, ya que los huevos en la tierra son sensibles a la desecación. Los programas de quimioterapia preventiva son menos eficaces que para Ascaris, puesto los antihelmínticos tienen menor efectividad.

La epidemiología de la tricocefalosis es muy similar a la de ascariasis, puesto que es también una geohelmintiasis adquirida por vía oral. Las condiciones ambientales adecuadas como la temperatura y la humedad, y los factores relacionados con el huésped, siguen las características descritas en la epidemiología de la ascariasis, aunque hay menor frecuencia de tricocefalosis en las regiones tropicales áridas y mayor en las húmedas y cálidas. Los huevos de Trichuris son más sensibles a la desecación que los de Ascaris. La prevalencia de la tricocefalosis en los países endémicos de la región Caribe es de un 30%, similar a la de ascariasis.7 En Colombia, la frecuencia de estas parasitosis fue del 50% en la encuesta nacional de 1966, y rebajó a cerca de 35% en la de 1980,8,9 posiblemente debido a la mayor utilización de antihelmínticos efectivos y al mejor saneamiento en las ciudades. En relación con intensidad de la tricocefalosis, hay en general predominio de las formas leves; las infecciones intensas son más frecuentes en niños que en adultos. Las medidas de control recomendadas para tricocefalosis son las mismas descritas para ascariasis. Existen programas de tratamiento masivo para eliminar la tricocefalosis, principalmente cuando están asociada a ascariasis, mediante los antihelmínticos de amplio espectro como los benzimidazoles y la combinación oxantel más pirantel, durante uno a tres días, aunque la efectividad de las dosis únicas es menor en tricocefalosis que en ascariasis.

Tratamiento

Los benzimidazoles deben usarse durante mínimo tres días y producen curaciones bajas. El oxantel es efectivo dándolo por uno a tres días.

Las infecciones leves sin manifestaciones clínicas no requieren estrictamente tratamiento. Las medianas y severas deben tratarse siempre. Los siguientes medicamentos se recomiendan.

Oxantel. Este antihelmíntico se consigue como medicamento independiente en pocos países, en otros se encuentra combinado con pirantel. El oxantel es efectivo en tricocefalosis en una dosis única de 10 mg/kg en las formas leves y durante tres días en las moderadas y severas. No es efectivo en ascariasis ni en uncinariasis. La combinación oxantel más pirantel, comercialmente conocida como (Quantrel®) es efectiva contra los cuatro nemátodos intestinales más frecuentes: áscaris, tricocéfalos, uncinarias y oxiuros.10-12 Se utiliza, igualmente, la combinación oxantel-albendazol, con la cual se obtiene una curación del 31,2%, mientras que con mebendazol es del 8,8% y con albendazol es únicamente del 2,6%.13

Benzimidazoles. Aunque son teratogénicos experimentalmente, no se conoce este efecto en humanos tratados con dosis terapéuticas; no obstante,la OMS ha concluido que los beneficios obtenidos con el tratamiento de helmintiasis intestinales en las embarazadas sobrepasa los riesgos que puede tener la madre, el feto o los niños lactantes.14,15

 Mebendazol. Es el más antiguo; se usa en dosis de 100 mg dos veces al día por tres días para todas las edades, con un 70% de curación.16 Asimismo, puede administrarse en dosis única de 500 mg, con una curación entre el 40% y el 75%.17,18 Con estos esquemas de tratamiento, la efectividad del mebendazol contra tricocéfalos supera a los otros benzimidazoles.

 Albendazol. Se administra en dosis de 400 mg/día durante tres días. En programas de desparasitación comunitaria, la dosis única de 400 mg produce solo el 10% de curación y una reducción de huevos del 73%.10,16

 Flubendazol. Se utiliza en dosis de 300 mg/ día por dos días, es efectivo, bien tolerado y con altas tasas de reducción de huevos.10

Ivermectina. Tiene un efecto moderado para tricocéfalos con una curación del 11% y una reducción de huevos del 59%,19,20 por lo cual no es recomendada en esta parasitosis.

Otras medidas terapéuticas. El tratamiento inmediato del prolapso rectal consiste en la reducción manual de la mucosa prolapsada, previa extracción de los parásitos visibles, mediante técnicas asépticas para esta maniobra. El tratamiento de fondo para el prolapso es la corrección del estado nutricional y la curación de la parasitosis. Si existe anemia u otras parasitosis asociadas, se debe recurrir al tratamiento adecuado.

BIBLIOGRAFÍA

1. Aspöck H, Auer H, Picher O. Trichuris trichiura eggs in the Neolithic glacier mummy from the Alps. Parasitol Today 1996;12(7):255-6.

2. Fincham JE, Markus MB. Human immune response to Trichuris trichiura. Trends Parasitol. 2001 Mar;17(3):121.

3. Lotero H, Tripathy K, Bolaños O. Gastrointestinal blood loss in Trichuris infection. Am J Trop Med Hyg. 1974 Nov;23(6):1203-4.

4. Nokes C, Grantham-McGregor SM, Sawyer AW, Cooper ES, Robinson BA, Bundy DA. Moderate to heavy infections of Trichuris trichiura affect cognitive function in Jamaican school children. Parasitology. 1992 Jun;104 ( Pt 3):539-47.

5. Kaminsky RG, Castillo RV, Flores CA. Growth retardation and severe anemia in children with Trichuris dysenteric syndrome. Asian Pac J Trop Biomed 2015 July;5(7):591-7.

6. Montresor A, Cromton DWT, Hall A, Bundy DAP, Savioli L. Lineamientos para la evaluación de la geohelmintiasis y la esquistosomiasis a nivel de la comunidad. Guía para el manejo de los programas de control. AIEPI-OPS-OMS 1998;Serie HCT/AIEPI/-16.E.

7. Bundy DA. Epidemiological aspects of Trichuris and trichuriasis in Caribbean communities. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1986;80(5):706-18.

8. Ministerio de Salud Pública. Asociación de Facultades de Medicina. Estudio de Recursos Humanos para la Salud y Educación Médica en Colombia. Investigación Nacional de Morbilidad. Parasitismo Intestinal. Bogotá DC; 1969.

9. Corredor A, Arciniegas E, Hernández CA. Parasitismo Intestinal. Ministerio de Salud. Instituto Nacional de Salud. División Investigaciones Especiales. Parasitismo Intestinal. Helmintos. Bogotá DC; 1993.

10. Restrepo M, Isaza D. Estudio comparativo de flubendazol, oxantel-pirantel, albendazol y mebendazol, en el tratamiento de helmintos trasmitidos por el suelo. Acta Med Colombia 1987;12:344-52.

11. Botero CA, Cálad GA, Cardona EA, Correa DH, González CM. Epidemiología de las helmintiasis intestinales en una zona rural de Antioquia, Colombia. (Control por tratamiento comunitario). Medicina UPB 1984;3:66-78.

12. Patete D, Michelle E, De Donato M. Evaluación de la eficacia del tratamiento antihelmíntico con pamoato de pirantel/oxantel y la reinfección por geohelmintos, en niños de dos poblaciones del estado Sucre. Kasmera 2005;33:142-54

13. Speich B, Ame SM, Ali SM, Alles R, Huwyler J, Hattendorf J, et al. Oxantel pamoate-albendazole for Trichuris trichiura infection. N Engl J Med. 2014 Feb 13;370(7):610-20.

14. Diav-Citrin O, Shechtman S, Arnon J, Lubart I, Ornoy A. Pregnancy outcome after gestational exposure to mebendazole: a prospective controlled cohort study. Am J Obstet Gynecol. 2003 Jan;188(1):282-5.

15. WHO. Preventive chemotherapy in human helminthiasis. En: WHO [en línea] 2006 [consultado en el 2018]. Disponible en: http://www.who.int/neglected_diseases/preventive_chemotherapy/pct_manual/en/.

16. Rossignol JF, Maisonneuve H. Benzimidazoles in the treatment of trichuriasis: a review. Ann Trop Med Parasitol. 1984 Apr;78(2):135-44.

17. Jongsuksuntigul P, Jeradit C, Pornpattanakul S, Charanasri U. A comparative study on the efficacy of albendazole and mebendazole in the treatment of ascariasis, hookworm infection and trichuriasis. Southeast Asian J Trop Med Public Health. 1993 Dec;24(4):724-9.

18. Jackson TF, Epstein SR, Gouws E, Cheetham RF. A comparison of mebendazole and albendazole in treating children with Trichuris trichiura infection in Durban, South Africa. S Afr Med J. 1998 Jul;88(7):880-3.

19. Marti H, Haji HJ, Savioli L, Chwaya HM, Mgeni AF, Ameir JS, et al. A comparative trial of a single-dose ivermectin versus three days of albendazole for treatment of Strongyloides stercoralis and other soil-transmitted helminth infections in children. Am J Trop Med Hyg. 1996 Nov;55(5):477-81.

20. Naquira C, Jimenez G, Guerra JG, Bernal R, Nalin DR, Neu D, et al. Ivermectin for human strongyloidiasis and other intestinal helminths. Am J Trop Med Hyg. 1989 Mar;40(3):304-9.

UNCINARIASIS

Esta geohelmintiasis produce lesiones intestinales y anemia crónica. Ocurre principalmente en zonas rurales tropicales, donde afecta el rendimiento laboral de los pacientes.

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Age restriction:
0+
Release date on Litres:
22 October 2025
Volume:
1662 p. 587 illustrations
ISBN:
9789585548640
Copyright Holder::
Bookwire
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